Guía de uso e indicaciones de la fluorescencia con verde de indocianina (ICG) en cirugía general: recomendaciones basadas en la revisión descriptiva de la literatura y el análisis de la experiencia

Resumen

El verde de indocianina es una tinción fluorescente visible con luz cercana al infrarrojo. Es útil para la identificación de las estructuras anatómicas (tracto biliar, uréteres, paratiroides, conducto torácico), la vascularización de tejidos (en anastomosis en cirugía colorrectal, esofágica, gástrica, bariátrica, para plastias y colgajos en cirugía de pared abdominal, hepática, en hernias estranguladas en la isquemia intestinal), para la identificación de tumores (hígado, páncreas, suprarrenal, implantes en la carcinomatosis peritoneal, tumores retroperitoneales y linfomas) y para la identificación del ganglio centinela y del mapeo linfático de tumores malignos (cáncer de estómago, mama, colon, recto, esófago y piel). Las evidencias son muy alentadoras, aunque se necesita la estandarización de su uso y más estudios prospectivos y aleatorizados con mayor número de pacientes para obtener conclusiones definitivas sobre su uso.

El objetivo de esta revisión de la literatura es proveer una guía para el uso de la fluorescencia con verde de indocianina en procedimientos de cirugía general.

Abstract

Indocyanine Green is a fluorescent substance visible in near-infrared light. It is useful for the identification of anatomical structures (biliary tract, ureters, parathyroid, thoracic duct), the tissues vascularization (anastomosis in colorectal, esophageal, gastric, bariatric surgery, for plasties and flaps in abdominal wall surgery, liver resection, in strangulated hernias and in intestinal ischemia), for tumor identification (liver, pancreas, adrenal glands, implants of peritoneal carcinomatosis, retroperitoneal tumors and lymphomas) and sentinel node identification and lymphatic mapping in malignant tumors (stomach, breast, colon, rectum, esophagus and skin cancer). The evidence is very encouraging, although standardization of its use and randomized studies with higher number of patients are required to obtain definitive conclusions on its use in general surgery.

The aim of this literature review is to provide a guide for the use of ICG fluorescence in general surgery procedures.

Introducción

La fluorescencia es una luminiscencia que caracteriza a las sustancias que son capaces de absorber energía en forma de radiaciones electromagnéticas, para posteriormente emitir parte de esa energía en forma de dicha radiación, pero de longitud de onda diferente¹.

El verde de indocianina (indocyanine green [ICG]) es una tinción tricarbocianida fluorescente visible con luz cercana al infrarrojo (near infra-red [NIR]) o por sistemas láser, que fue aprobada por la Food and Drug Administration en 1956².

El ICG se hace fluorescente cuando es activado con la NIR, con unos picos de absorción y de emisión de 805-835 nm, respectivamente^2,3. La fluorescencia se detecta mediante la utilización de cámaras específicas que transmiten esta señal a un monitor, a través del cual se pueden identificar las estructuras en las que se encuentra la tinción³.

Tras la administración intravenosa, el ICG se une rápidamente a las proteínas plasmáticas, eliminándose de forma inalterada por la bilis, sin recirculación enterohepática, con una vida media plasmática de 3-5 min y metabolismo hepático^2,3. Cuando se inyecta directamente sobre un tejido, el ICG se une a las proteínas y alcanza el ganglio linfático más cercano en pocos minutos, para posteriormente unirse a los ganglios linfáticos regionales después de 1-2 h de su inyección³.

En la última década, el uso de la fluorescencia se ha extendido en cirugía general, particularmente en cirugía mínimamente invasiva, gracias al uso del sistema óptico y las fuentes de luz que se requieren para realizar el abordaje laparoscópico o robótico^3–8.

El objetivo de esta revisión de la literatura es proveer una guía para orientar en el uso de la fluorescencia en procedimientos quirúrgicos y analizar sus principales aplicaciones en cirugía general.

Método de aplicación del verde de indocianina

Preparación del verde de indocianina

El ICG se administra usualmente diluido con agua destilada^3,6,9–12. En caso de que su utilización sea para identificar el ganglio linfático centinela de drenaje de un tumor, el ICG se diluye con albúmina^9,10. El objetivo de su uso con albúmina viene determinado por su capacidad de detenerse en ese primer ganglio de drenaje y poderse identificar adecuadamente^9,10. Este medicamento no debe diluirse con soluciones salinas (suero fisiológico, solución de Ringer), ya que podrían producirse precipitaciones del colorante⁴.

Vía de administración

El ICG puede administrarse por diferentes vías, en función de las estructuras a visualizar^3,7,13–18. La vía intravenosa es utilizada para identificar intraoperatoriamente la vascularización de tejidos, para realizar una anastomosis o para identificar tejidos con hipoperfusión o isquemia, utilizándose también esta vía para la identificación de tumores, o diferentes estructuras anatómicas^3,7,13,14. Para la detección de ganglio centinela o para realizar un mapeo linfático durante la linfadenectomía en el caso de neoplasias malignas^9,10, por ejemplo en caso de tumores gastrointestinales, el ICG puede administrarse peritumoral en la capa submucosa o subserosa de la pared intestinal^15,16. Por otro lado, el ICG puede administrarse directamente en la vesícula biliar, para la identificación del árbol biliar, o en los uréteres^17,18.

Contraindicaciones del uso del verde de indocianina y toxicidad

Se debe tener precaución en pacientes con hipersensibilidad al ioduro de sodio, alérgicos al iodo, con hipertiroidismo clínico, adenomas tiroideos autónomos y alteraciones autónomas focales y difusas de la glándula tiroides, en pacientes con hepatopatías y durante el embarazo^3,4. La dosis tóxica letal observada en ratas por vía intravenosa es de 87 mg/kg de peso corporal y para administración intraperitoneal en ratones es de 650 mg/kg de peso corporal⁴. Hasta el momento no se han descrito efectos adversos o casos de sobredosis del medicamento ni alteraciones de los valores de laboratorio como consecuencia de una sobredosis en humanos^3,4.

Sistemas de detección

Para poder visualizar la fluorescencia emitida por el ICG es necesario tener un sistema de detección que consiste en una fuente de luz de resolución de espectros, una óptica con capacidad de captación de luz con filtros especiales, y una cámara preparada para ello, al igual que el software de control y el hardware de procesamiento, entrada y visualización¹⁹. Para obtener la fluorescencia, las moléculas de ICG deben ser iluminadas por una luz NIR o láser con un filtro infrarrojo^19,20.

Recientemente, el desarrollo de una nueva tecnología permite detectar intraoperativamente la fluorescencia emitida por el ICG en modo de superposición^21,22. Esta modalidad de visualización se compone tanto de la imagen de luz blanca estándar como de la luz NIR superpuesta^21,22. En comparación con la tecnología anterior de visualización NIR, con la que era posible visualizar sólo las estructuras fluorescentes, las imágenes en superposición permiten realizar la cirugía con el soporte directamente con la fluorescencia, sin cambiar a luz blanca visualizando estructuras fluorescentes y no fluorescentes al mismo tiempo, como una realidad aumentada^21,22.

Una de las limitaciones de esta tecnología es la evaluación subjetiva por parte del cirujano de la captación de la fluorescencia durante la cirugía^23–31. A pesar de que se han publicado varias revisiones y metaanálisis en la literatura, la valoración subjetiva de la fluorescencia se sigue considerando como un sesgo debido a la heterogeneidad de la misma^25–27. Por esta razón, para cuantificar dicha fluorescencia, recientemente se han propuesto varios tipos de software para obtener una evaluación objetiva de la fluorescencia y establecer mejor la valoración de la perfusión de los tejidos^23–31. Estos programas informáticos procesan la señal fluorescente generando una curva de fluorescencia-tiempo (fluorescence-time-curve [FTC]), obteniendo una serie de parámetros diferentes que reflejan la perfusión tisular^25,28. No obstante, hay varios factores que pueden influir en la cantidad de fluorescencia, como la concentración plasmática de ICG, los factores de perfusión sistémica (incluida la presión arterial, el gasto cardíaco y la vasoconstricción) y los distintos sistemas de detección^25,29. A pesar de los resultados alentadores obtenidos en cirugía plástica, cirugía oftálmica y neurocirugía, los estudios publicados son muy heterogéneos, y actualmente no se dispone de una metodología gold standard estandarizada^25,30,31. A la espera de desarrollos tecnológicos en cuanto a la cuantificación de la fluorescencia, parece que la dosis fija de ICG por kg de peso para cada paciente, la configuración de la cámara NIR fija estable y los factores de perfusión sistémica son fundamentales para una cuantificación homogénea²⁵.

Identificación de estructuras anatómicas

Vía biliar

La fluorescencia con ICG permite realizar una colangiografía virtual a tiempo real intraoperatoria durante la colecistectomía laparoscópica y evitar situaciones de potencial riesgo de lesión de la vía biliar^{13,14,17,32–47}.

El ICG, al concentrarse a nivel hepático y excretarse por la bilis, hace posible que se dibuje la anatomía del árbol biliar^{13,14,17,32–47}. El uso del ICG para la identificación de la vía biliar ha sido evaluado en múltiples estudios en los que se ha demostrado altas tasas de detección del conducto cístico hasta del 100%^13,32,33, aunque esta tasa de detección baja en casos de colecistitis aguda, debido al proceso inflamatorio^{13,14,17,32–47}.

La alta fluorescencia del hígado puede impedir o dificultar la identificación del árbol biliar, proponiéndose su inyección 12-24 h antes de la cirugía^{13,14,17,32–47}. Es cierto que con los nuevos sistemas de imagen, con sistemas avanzados de visualización, se puede trabajar con luz al infrarrojo sin cambiar a un sistema blanco/negro, facilitando la identificación de la vía biliar sin excesivas molestias de esa alta fluorescencia del hígado^{13,14,17,32–47}. Por otra parte, también se ha propuesto para evitar este problema su inyección directa intravesicular^{13,14,17,32–47}, aunque este sistema tiene la desventaja que un cálculo en el cístico puede bloquear su difusión y que si se derrama el ICG puede dificultarse su uso intraoperatorio^{13,14,17,32–47}.

La dosis y administración de ICG para la identificación de la vía biliar con fluorescencia se comenta en la tabla 1. Nuestra forma de uso consiste en su inyección intravenosa en el momento de la inducción anestésica (20-30 min antes de la cirugía) en una dosis prefijada de 15 mg de ICG diluido en 3 cm³ de agua destilada (fig. 1).

Tabla 1.

Dosis y vía de administración del verde de indocianina (ICG) para la valoración de estructuras anatómicas

Autores	N. de pacientes	Solución	Dosis	Método de administración	Tiempo de administración
Vía biliar
Boni et al.^13	52	Solución salina	0,4 mg/kg	Intravenoso	14 ± 9 min antes de la cirugía
Graves et al.^17	11	Agua estéril	0,025 mg/ml (1 ml)	Intravesicular	Durante la cirugía
Dip et al.^33	45	n.e.	0,05 mg/kg	Intravenoso	60 min antes de la cirugía
Schols et al.^34	30	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	A la inducción de anestesia
Buchs et al.^36	23	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	30-45 min antes de la cirugía
Quaresima et al.^37	44	Agua estéril	0,1 ± 0,1 mg/Kg	Intravenoso	10,7 ± 8,2 h antes de la cirugía
Lehrskov et al.^39	60	n.e.	0,05 mg/kg	Intravenoso	A la inducción de anestesia
Hiwatashi et al.^40	65	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	2 h antes de la cirugía
Daskalaki et al.^41	184	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	45 min antes de la cirugía
Dip et al.^42	321	n.e.	0,05 mg/kg	Intravenoso	45 min antes de la cirugía
Broderick et al.^43	400	Agua estéril	7,5 mg en total	Intravenoso	45 min antes de la cirugía
Bleszynski et al.^44	108	n.e.	4 mg en total	Intravenoso	A la inducción de anestesia
Liu et al.^46	46	n.e.	0,125 mg/ml (10 ml)	Intravesicular	Durante la cirugía
Gené Škrabec et al.^47	20	Agua estéril	0,25 mg/ml(agua estéril 1 ml +bilis 9 ml)	Intravesicular	Durante la cirugía
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua estéril	Dosis de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	A la inducción de anestesia (20-30 min antes de la cirugía)
Uréteres
Siddighi et al.^18	> 10	Agua estéril	25 mg en 10 ml por lado	Catéter ureteral	Antes de la cirugía bajo anestesia general
Mandovra et al.^50	30	Agua estéril	5 mg en 2 ml por lado	Catéter ureteral	Antes de la cirugía bajo anestesia general
Ryu et al.^51	7	n.e.	n.e.	Catéter ureteral	Antes de la cirugía bajo anestesia general
White et al.^52	16	n.e.	2,5 mg/ml por 5 ml por por lado	Catéter ureteral	Antes de la cirugía bajo anestesia general
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual^53	-	Agua estéril	Relleno de catéter con una dilución de25 mg/5 cm^3	Catéter ureteral	Antes de la cirugía una vez bajo anestesia general
Paratiroides
Van den Bos et al.^55	30	Agua estéril	2,5 mg/ml (3 ml)	Intravenoso	1. Antes de la extracción del hemitiroides2. Después de la extracción del hemitiroides
Razavi et al.^56	43	n.e.	5 mg	Intravenoso	Al final de la cirugía
Rudin et al.^57	86	n.e.	3 ml	Intravenoso	Durante la cirugía
Papavramidis et al.^61	60	n.e.	5 mg (1 ml)	Intravenoso	1. Después la extracción del tiroides
Alesina et al.^62	5	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	1. Después la movilización del tiroides en autofluorescencia sin ICG2. Con administración de ICG
Lerchenberger et al.^63	50	Agua estéril	5 mg (1 ml)	Intravenoso	1. Después la movilización del tiroides en autofluorescencia sin ICG2. Con administración de ICG
Conducto torácico
Vecchiato et al.^64	20	Solución salina	0,5 mg/kg	Por vía percutáneabilateralmente en los ganglios inguinales superficiales	Antes de la toracoscopiaen esofagectomía total, y después la laparoscópicaen la esofagectomía de la Ivor Lewis
Chakedis et al.^65	6	Solución salina	2,5 mg/ml(1-2 ml)	Por vía subcutánea en el dorso del pie izquierdo	15 min antes de la disección del nivel IV del cuello

n.e.: no especificado.

Figura 1.

Identificación del conducto biliar.

Uréteres

Las lesiones del uréter han sido descritas durante cirugía colorrectal, con una incidencia que varía entre el 0,15-0,66%⁴⁸. Para la identificación de los uréteres se han utilizado diferentes métodos como la utilización de stents luminosos⁴⁹. Sin embargo, este tipo de dispositivos no está exento de riesgos, incluido las lesiones ureterales, hematuria, infecciones del tracto urinario, y la imposibilidad de sobrepasar una estenosis⁴⁹.

Para la identificación de los uréteres, el ICG se inyecta a través de la inserción de la punta de un catéter en el orificio ureteral mediante cistoscopia en el mismo acto quirúrgico bajo anestesia general antes de comenzar el procedimiento, lo que puede reducir las complicaciones iatrogénicas al no forzar su entrada, y permitir rellenar los mismos con ICG incluso existiendo una estenosis parcial, ya que el líquido podría superarla, y poder así identificarlos^18,50–53. El motivo de esta forma de utilización es debido a que el ICG se elimina por vía hepática, y por tanto no alcanza el uréter al administrarse de manera intravenosa^2,3,18 (tabla 1).

Nuestra forma de uso consiste en la colocación de un catéter por urología en la desembocadura de los mismos en la vejiga y en rellenar los mismos con una dosis de 25 mg en 5 cm³ de agua destilada, cerrando dicho catéter durante la cirugía pudiendo drenar la orina alrededor del mismo en la vejiga⁵³ (tabla 1).

Paratiroides

La fluorescencia con ICG puede ser útil para la identificación de las glándulas paratiroides durante la cirugía del tiroides^54–58. Recientemente se ha podido observar que la autofluorescencia (AF) de las paratiroides, sin necesidad de administrar ICG, puede ser de gran utilidad para dicha identificación utilizando dispositivos de infrarrojo cercano a las mismas, aproximadamente 2-3 cm^59,60. Se ha descrito que la AF puede llegar a tener un 96-98% de eficacia para la identificación de las paratiroides^59,60. Sin embargo, la mayoría de los autores describen que es de mayor utilidad para verificar la identificación y vascularización de las glándulas una vez que el cirujano ya las ha localizado, con lo cual la AF puede ser útil como una herramienta de confirmación anatómica intraoperatoria y para valorar y predecir la hipocalcemia postoperatoria^59–63 (tabla 1).

Conducto torácico

La fluorescencia ICG se puede utilizar para identificar el conducto torácico (CT)^64,65. La lesión del CT puede ocurrir durante la esofagectomía, la disección del cuello o la cirugía pulmonar y el desarrollo de quilotórax es una complicación quirúrgica temida^64,65. La inyección subcutánea de ICG cerca de las estaciones de los ganglios linfáticos puede ayudar a detectar el CT intraoperatoriamente para evitar lesiones iatrogénicas^64,65 (tabla 2).

Tabla 2.

Dosis y vía de administración del verde de indocianina (ICG) para la valoración de la perfusión de tejidos

Autores	N. de pacientes	Solución	Dosis de ICG	Método de administración	Tiempo de administración
Cirugía colorrectal
Boni et al.^3	107	Agua soluble	0,2 mg/kg	Intravenoso	Después de la sección del mesenterio, antes de la anastomosis
Gröne et al.^71	18	n.e.	15 mg en total	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
Jafari et al.^72	139	n.e.	Desde 3,75 a 7,5 mg	Intravenoso	Después da la movilización del colon y de la anastomosis
Kin et al.^73	173	n.e.	3 ml	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
De Nardi et al.^74	118	Agua estéril	0,3 mg/kg	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon y después da la anastomosis
Kawada et al.^75	68	n.e.	5 mg en total	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
Kim et al.^76	123	n.e.	10 mg en total	Intravenoso	Después da la movilización del colon
Hasegawa et al.^77	141	n.e.	5 mg en total	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
Ishii et al.^78	223	n.e.	5 mg en total	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
Watanabe et al.^79	211	n.e.	0,25 mg/kg	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
Morales-Conde et al.^80	192	Agua estéril	15 mg en total	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
Wada et al.^81	112	n.e.	5 mg en total	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
Chang et al.^82	110	n.e.	5 mg en total	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
Tsang et al.^83	62	n.e.	10 mg	Intravenoso	Después de la sección proximal del colon
Impellizzeri et al.^84	98	Agua soluble	12,5 mg en 5 ml	Intravenoso	Después da la movilización del colon y la ligadura de los vasos, antes de la sección del colon
Alekseev et al.^85	187	n.e.	0,2 mg/kg	Intravenoso	Antes de la sección proximal del colon
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua estéril	Dosis única de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	Colon izquierdo/recto: antes de la sección de colon proximalColon derecho/ángulo esplénico: antes de la sección del con e íleon
Cirugía esofágica
Kitagawa et al.^86	46	n.e.	5 mg en total	Intravenoso	Antes de la construcción del tubo gástrico y después de la transposición en tórax
Sarkaria et al.^87	42	Solución acuosa	10 en total	Intravenoso	Antes de la construcción del tubo gástrico
Karampinis et al.^88	35	n.e.	7,5 mg en total	Intravenoso	Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax
Kumagai et al.^89	70	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax
Rino et al.^90	33	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax
Yukaya et al.^91	27	n.e.	0,1 mg/kg	Intravenoso	Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax
Zehetner et al.^92	150	n.e.	2,5 en total	Intravenoso	Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax
Shimada et al.^93	40	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	Después de la creación del tubo gástrico, antes y después de la transposición en tórax
Koyanagi et al.^94	40	n.e.	Desde 1,25 a 2,5 mg en total	Intravenoso	Después de la creación del tubo gástrico y después de la transposición en tórax
Noma et al.^95	71	n.e.	12,5 mg en total	Intravenoso	Después de la creación del tubo gástrico y después de la transposición en tórax
Luo et al.^96	86	Agua estéril	0,5 mg/kg	Intravenoso	Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua estéril	Dosis única de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	Tras realizar el tubo gástrico antes del último disparo de la endograpadora
Cirugía gástrica
Huh et al.^98	30	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	Después de la anastomosis
Kim et al.^99	20	n.e.	7,5 mg en total	Intravenoso	Antes de la anastomosis
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua estéril	Dosis única de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	Antes de la anastomosis
Cirugía bariátrica
Ortega et al.^100	86	n.e.	3 ml	Intravenoso	Después de la gastrectomía vertical
Di Furia et al.^101	43	n.e.	5 ml	Intravenoso	Después de la gastrectomía vertical
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua estéril	Dosis única de 25 mg en 5 cm^3	Intravenoso	Gastrectomía vertical: después de realizarloby-pass gástrico: tras realizar la anastomosis
Valoración en hernia estrangulada
Gianchandani Moorjani et al.^102	3	n.e.	10 mg en 2 ml	Intravenoso	n.e.
Daskalopoulou et al.^103	1	n.e.	3 ml	Intravenoso	Después de la reducción de la hernia en el abdomen
Ryu et al.^104,105	2	n.e.	10 mg en 2 ml	Intravenoso	Después de la reducción de la hernia en el abdomen
Ryu et al.^106	1	n.e.	10 mg en 2 ml	Intravenoso	Después de la reducción de la hernia en el abdomen
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua estéril	Dosis única de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	Una vez reducido el contenido estrangulado y reparada la hernia
Valoración en isquemia intestinal
Karampinis et al.^107	52	n.e.	7,5 mg en total	Intravenoso	Durante la exploración de la cavidad abdominal
Alexander et al.^108	1	n.e.	0,25 mg en total	Intravenoso	Durante la exploración de la cavidad abdominal
Reconstrucción de pared abdominal
Cho et al.^110	10	n.e.	n.e.	Intravenoso	Después de la creación del colgajo
Shao et al.^111	88	n.e.	10 mg en total	Intravenoso	Después de la creación del colgajo
Colavita et al.^112	15	n.e.	5 mg en total	Intravenoso	Antes de la incisión y antes del cierre de piel
Wormer et al.^113	46	n.e.	5 mg en total	Intravenoso	Antes de la incisión y antes del cierre de piel
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua estéril	Dosis única de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	Antes del cierre de la piel
Valoración del colgajo para la reconstrucción en cirugía de mama
Hembd et al.^115	506	Solución salina	7,5 mg en 3 cm^3	Intravenoso	10 a 15 min después de la anastomosis vascular del colgajo
Alstrup et al.^116	77	Solución salina	7,5 mg en total	Intravenoso	Durante la operación y después detransposición del colgajo a la zona receptora
Chirappapha et al.^117	29	n.e.	0,25 mg/kg	Intravenoso	Después de obtener el colgajo pediculado por completo
Anker et al.^118	42	n.e.	0,3 mg/kg	Intravenoso	Tras completar la retirada del colgajo antes de la sección del pedículo
Valoración de los límites de la resección hepática anatómica
Kobayashi et al.^120	13	n.e.	2,5 mg	Intravenoso	Después de ligar la vena porta
	92	5 mg carmín de índigo	0,25 mg	Intraportal	Después de clampar la arteria hepática derecha o izquierda
Marino et al.^121	25	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	Después de clampar la rama portal del área hepática en la que se encuentra el tumor que se va a extirpar
		Solución salina	2,5 mg en total	Intraportal	Después de pinzar la arteria y la vena porta
Urade et al.^122	3	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	Después del cierre del pedículo hepático
Nishino et al.^123	10	n.e.	-	Intravenoso	Después del cierre del pedículo hepático
Xu et al.^124	27	Agua estéril	1 ml de 0,025 mg/ml	Intravenoso	Después del cierre del pedículo hepático
	9	Agua estéril	5-10 ml de 0,025 mg/ml	Intraportal	Después de la oclusión de la vena porta o del pedículo de Glisson de la zona a resecar
Aoki et al.^125	14	n.e.	1 ml de 0,025 mg/ml	Intraportal	Por vía percutánea antes de iniciar la cirugía
Ito et al.^126	3	Carmín de índigo: 5 mlMicroburbujas de perflubutano: 0,3 ml	0,25 mg	Intraportal	Por vía percutánea antes de iniciar la cirugía

n.e.: no especificado.

Valoración de la perfusión de tejidos

La valoración de la vascularización de los tejidos para realizar una anastomosis ha sido demostrada en distintas áreas de la cirugía general⁶⁶, como la cirugía colorrectal^3,67–85, esofágica^86–97, gástrica^98,99 y bariátrica^100,101. Además, su uso se ha expandido para establecer la necesidad de realizar una resección intestinal en hernias estranguladas^102–106 o valorar la extensión de la resección en procesos de isquemia intestinal en cirugía de urgencias^107–109, para la valoración de la viabilidad de tejidos en cirugía de la hernia y reconstrucción de pared abdominal^110–113, para evaluar la perfusión del tejido del colgajo en la reconstrucción mamaria^114–118 y para la resección anatómica hepática^119–126.

Las dosis y forma de administración en cada uno de los usos que se plantean a continuación vienen recogidos en la tabla 2.

Perfusión de tejidos para la realización de anastomosis

El mejor momento para valorar la vascularización para realizar una anastomosis es a la primera llegada del colorante al realizar angiografía de fluorescencia con ICG (AF-ICG), ya que el ICG es una pequeña molécula, que puede difundirse a través del flujo capilar submucoso a lo largo del tiempo fuera de los límites de las zonas isquémicas inicialmente delimitadas por el mismo¹²⁷. Este fenómeno puede conducir a una sobreestimación cualitativa de la zona perfundida, cuando dicha estimación se basa únicamente en la presencia de una señal fluorescente, llevando a una confusión y a realizar una anastomosis en tejido mal perfundido¹²⁷.

La ventaja más evidente de la técnica de AF-ICG es la visualización en tiempo real de la perfusión sanguínea a los tejidos¹²⁷. Sin embargo, existen aún problemas a resolver como el hecho de no permitir la evaluación del retorno venoso, cuyo daño puede influir también en la viabilidad de una anastomosis o en el desarrollo de una estenosis posterior, o el lavado de los tejidos para poder hacer una reevaluación de una zona de anastomosis⁹⁰.

Una vez que los vasos y los tejidos están teñidos, el marcado realce dura unos 5 min, hasta que el hígado segrega el ICG en la bilis intacta, habiéndose establecido que el tiempo de lavado de la zona a realizar la anastomosis es de unos 15-20 min para poder realizar una reinyección y una nueva valoración^2,3.

Cabe señalar que la mayoría de los documentos comentados en relación con el uso del AF-ICG no incluyen una evaluación cuantitativa objetiva de la angiografía de fluorescencia^66,80,81. Un método estandarizado para evaluar objetivamente y cuantitativamente la perfusión anastomótica podría dar lugar a nuevos cambios de estrategia en estos pacientes, pero todavía no se dispone de un instrumento de dichas características ampliamente aceptado^{23,24,80,81,91}. Además, la cuantificación daría más valor a su reinyección para una reevaluación de la perfusión de un tejido en concreto^23–31.

La tabla 2 muestra las dosis y vías de administración para la valoración de perfusión por parte de diferentes autores. Nuestro grupo usa una dosis fija de 3 cm³ de agua destilada con 15 mg de ICG intravenosa en todos los casos excepto en los pacientes bariátricos y con índice de masa corporal mayor de 40 kg/m², donde la dosis que utilizamos es de 5 cm³ con 15 mg de ICG. Dicha infusión la realizamos antes de la sección del colon o íleon en cirugía colorrectal, antes de realizar la anastomosis en cirugía gástrica (para valorar el muñón duodenal y la zona donde vamos a realizar la anastomosis), antes de la última carga de endograpadora durante la realización del tubo gástrico en cirugía esofágica (para evitar la confusión en la interpretación con la influencia de la vascularización submucosa gástrica) y tras realizar la gastrectomía vertical y la anastomosis en el by-pass gástrico en cirugía bariátrica para valorar el estado final del procedimiento.

Perfusión de tejidos para la valoración de su viabilidad en urgencias

a) Hernia estrangulada

En la literatura únicamente se han descrito pocos casos sobre el uso de AF-ICG en relación con las hernias inguinales y umbilicales^102–106. Sin embargo, los resultados parecen prometedores, favoreciendo principalmente la prevención de resecciones intestinales innecesarias^102–106 (tabla 2).

b) Isquemia intestinal

Se está estudiando la aplicación clínica de la AF-ICG durante la cirugía de urgencia por isquemia intestinal^107–109. Karampinis et al. describen un cambio de estrategia quirúrgica en el 11,5% de los casos¹⁰⁷; sin embargo, en un estudio experimental, Seeliger et al. reportan una discrepancia entre la evaluación de la mucosa y la serosa¹⁰⁹, por lo que se requieren más estudios para investigar esta aplicación (tabla 2).

Sin embargo, es importante puntualizar que, en los casos de urgencia mencionados, la AF-ICG sólo evalúa la isquemia arterial y no la venosa^90,102–109.

Reconstrucción de pared abdominal

La fluorescencia con ICG parece ser de utilidad también para disminuir las tasas de complicaciones en casos de hernia y de reconstrucción de pared abdominal^110–113.

En la literatura se reporta el uso de AF-ICG en casos de reconstrucción compleja de la pared abdominal tratada con separación anterior de componentes, mostrando reducción en las tasas de necrosis cutánea postoperatoria e infección de la herida quirúrgica^110–113 (tabla 2).

Valoración del colgajo para la reconstrucción en cirugía de mama

La necrosis del colgajo tras la reconstrucción mamaria es una de las complicaciones postoperatorias más temidas tanto por la paciente como por el cirujano, y la hipoperfusión es la principal causa relacionada con el fallo del colgajo^114–118. La AF-ICG permite evaluar la perfusión del colgajo y crear un colgajo más preciso, lo que reduce la tasa de complicaciones postoperatorias, los estudios de imagen postoperatoria, las visitas de seguimiento, las biopsias y reintervenciones de revisión^114–118.

Valoración de los límites de la resección hepática anatómica

La AF-ICG también es útil para facilitar la identificación de márgenes hepáticos para la resección anatómica del hígado en caso de tumor hepático, mostrando resultados prometedores^119–126.

Se han descrito varias estrategias intraoperatorias con el fin de delimitar los márgenes para obtener una correcta resección hepática^119–126. Con la «técnica de tinción negativa» (negative staining technique), después de administrar por vía intravenosa el ICG, tras clampar temporalmente de la rama portal que drena al tumor o al parénquima de la región hepática a extirpar, permite identificar los márgenes del segmento no teñido, y resecarlo a lo largo de la demarcación^119–126. La «técnica de tinción positiva» (positive staining technique) consiste en la inyección de ICG directamente en una (single-staining) o más (multiple-staining) ramas portales, con la arteria y las venas portales clampadas para evitar el lavado del colorante^119–126. De este modo, el parénquima hepático que se va a extirpar aparece teñido con fluorescencia^119–126. En la «técnica de contratinción» (counterstaining technique), la inyección de ICG se realiza en la rama portal del parénquima hepático que debe conservarse^119–126. De este modo, el parénquima hepático que se va a extirpar no aparece teñido^119–126. Otra estrategia para la resección hepática anatómica se denomina «técnica de tinción negativa paradójica» (paradoxical negative staining technique): cuando la vena hepática de drenaje está ocluida por el tumor, se produce la regurgitación del flujo portal^119–126. En tal situación, el territorio portal regurgitado se muestra como un defecto de fluorescencia incluso cuando se punciona la vena porta y se inyecta ICG^119–126 (tabla 2).

Identificación de tumores

Tumores primarios de hígado y metástasis hepáticas

La fluorescencia con ICG permite la identificación de las lesiones hepáticas^128–136. El tejido hepático sano elimina el ICG en un plazo de 2 h, mientras el tejido peritumoral lo podría retener por la compresión que se produce en los conductos biliares por el propio tumor, marcando un halo que permite identificar la lesión y marcar los límites de resección, circunstancia que se observa en las metástasis hepáticas^128,129,135. Por su parte, el carcinoma hepatocelular es identificado porque el ICG se retiene dentro de la lesión permitiendo la identificación del mismo^128,129 (tabla 3).

Tabla 3.

Identificación de tumores

Autores	N. de pacientes	Solución	Dosis	Método de administración	Tiempo de administración
Tumores primarios de hígado y metástasis hepáticas
Peloso et al.^128	25	n.e.	0,5 mg/kg	Intravenoso	24 h antes de la cirugía
Abo et al.^130	117	Agua destilada	0,5 mg/kg	Intravenoso	24 h antes de la cirugía
Terasawa et al.^131	41	n.e.	0,5 mg/kg	Intravenoso	3 días antes de la cirugía
Ishizawa et al.^132	26	n.e.	0,5 mg/kg	Intravenoso	En mediana 3 días antes de la cirugía
Inoue et al.^133	24	n.e.	2,5 mg / 2,5 mg	Intravenoso /intraportal	Después de la ligadura del hilio/después de la ligadura de la arteria hepática
Morita et al.^134	58	n.e.	0,5 mg/kg	Intravenoso	En media 14,7 días antes de la cirugía
Lieto et al.^135	9	n.e.	0,5 mg/kg	Intravenoso	24 h antes de la cirugía
Yao et al.^136	18	n.e.	2,5 mg / 2,5 mg	Intravenoso /intraportal	Para hepatectomía derecha: después de la ligadura de los vasos derechos
Tumores pancreáticos
Rho et al.^138	37	n.e.	5 mg en total	Intravenoso	Durante la disección del proceso uncinado
Hutteman et al.^139	8	n.e.	Desde 5 a 10 mg	Intravenoso	Después de la exposición de la neoplasia
Newton et al.^140	20	n.e.	Desde 2,5 a 5 mg	Intravenoso	24 h antes de la cirugía
Paiella et al.^141	10	Solución salina	25 mg en total(5 bolos de 5 mg)	Intravenoso	Durante la cirugía
Shirata et al.^142	23	n.e.	2,5 mg en total	Intravenoso	Durante la cirugía
Tumores adrenales
Colvin et al.^143	40	n.e.	Desde 3,8 a 20 mg	Intravenoso	Después de la exposición del espacio retroperitoneal
Arora et al.^144	55	Agua destilada	5 mg en total	Intravenoso	Durante la cirugía
Sound et al.^145	10	Agua destilada	Desde 7,5 a 18,8 mg	Intravenoso	Después de la exposición del espacio retroperitoneal
Lerchenberger et al.^146	3	n.e.	5 mg por cada suprarrenal	Intravenoso	Después de la exposición del espacio retroperitoneal
Tuncel et al.^147	8	Agua destilada	5 mg en total	Intravenoso	Después de la exposición del espacio retroperitoneal
Implantes peritoneales
Veys et al.^150	20	n.e.	0,25 mg/kg	Intravenoso	Después de visualizar la cavidad abdominal
Liberale et al.^151	14	n.e.	0,25 mg/kg	Intravenoso	Después de visualizar la cavidad abdominal
Barabino et al.^152	10	Solución estéril de glucosa al 5%	0,25 mg/kg	Intravenoso	Después de visualizar la cavidad abdominal
Filippello et al.^153	10	n.e.	0,25 mg/kg	Intravenoso	24 h antes de la cirugía
Lieto et al.^154	4	n.e.	0,25 mg/kg	Intravenoso	Después de visualizar la cavidad abdominal
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual^155	-	Agua destilada	Dosis única de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	Después de visualizar la cavidad abdominal
Tumores retroperitoneales
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua destilada	Dosis única de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	En la inducción anestésica (20-30 min antes de la cirugía)
Perfusión de tejidos para la valoración de su infiltración - linfoma intestinal
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual^156	-	Agua estéril	Dosis única de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	Una vez identificada la posible zona de afectación por linfoma
Diagnóstico de linfoma y otras patologías mediante biopsia de adenopatías
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua destilada	Dosis única de 15 mg en 3 cm^3	Intravenoso	En la inducción anestésica (20-30 min antes de la cirugía)

n.e.: no especificado.

Tumores pancreáticos

La aplicación de la fluorescencia con ICG para la identificación de tumores pancreáticos, aunque no es usada de manera rutinaria, parece ser prometedora^137–142. Se ha utilizado para comprobar la extirpación completa del mesopáncreas en el caso de las pancreaticoduodenectomías laparoscópicas^137–139, y dado que la extirpación total del margen retroperitoneal es un importante factor pronóstico, podría tener un valor de suma importancia¹³⁷ (tabla 3).

Tumores adrenales

La identificación de las glándulas suprarrenales (GS) y de sus límites anatómicos puede resultar difícil^143–147. En base a la diferencia en la perfusión entre las GS y los tejidos circundantes, dichas glándulas, y los diferentes tipos de tumores localizados en las mismas, pueden ser identificados^143–147. Los tumores adrenocorticales son reconocidos fácilmente por la mayor fluorescencia, sin embargo, los feocromocitomas son hipofluorescentes^143–147. Esta tecnología podría encontrar su uso para poder valorar el aporte sanguíneo al tejido adrenal remanente^146,147 (tabla 3).

Carcinomatosis peritoneal

La detección preoperatoria de metástasis peritoneales es difícil con las técnicas de imagen de las que disponemos^148–155. Un adecuado diagnóstico y estadificación son importantes para la elección de la mejor opción terapéutica^148–154. Parece que la aplicación clínica de la fluorescencia con ICG en la carcinomatosis peritoneal debe reservarse en pacientes con índice de carcinomatosis menor de 8, ya que en pacientes en los que se ha diagnosticado de manera preoperatoria una amplia diseminación metastásica peritoneal, el valor de la fluorescencia es limitado^152,153.

En pacientes con carcinomatosis peritoneal de cáncer colorrectal, la estadificación y la integridad de la cirugía citorreductora son factores pronósticos importantes¹⁵². Las imágenes guiadas por fluorescencia pueden ser una herramienta que facilite la evaluación intraoperatoria de los márgenes tumorales e implantes no detectados más allá de los métodos actuales de palpación e inspección visual^148–155.

La mayoría de los estudios reportados, después de realizar una exploración clínica de la cavidad abdominal, administraron 0,25 mg/kg de ICG por vía intravenosa para detectar lesiones fluorescentes, orientando así su escisión^{148–152,154,155}. Solamente Filippello et al. evaluaron las lesiones peritoneales ex vivo tras su escisión¹⁵³ (tabla 3).

Tumores retroperitoneales

Nuestro grupo ha comenzado recientemente con el uso de esta tecnología en la identificación de tumores a este nivel. Recientemente nos ha servido para la extirpación de un Schwanoma localizado a nivel retroperitoneal, así como para valorar sus límites de resección durante su disección (fig. 2). Para este uso realizamos una inyección 30 min antes de la cirugía (en la inducción anestésica) ya que el tumor, al estar hipervascularizado, retendría el ICG, permitiendo su identificación y correcta exéresis (tabla 3).

Figura 2.

Identificación de Schwannoma.

Perfusión de tejidos para la valoración de su infiltración - linfoma intestinal

Fernández Veiga et al. presentaron su experiencia en un caso de linfoma intestinal¹⁵⁶. Tras la administración de 15 mg de ICG por vía intravenosa antes de la cirugía, la fluorescencia permitió visualizar un segmento de intestino delgado y sus ganglios linfáticos que fueron biopsiados, resultando un linfoma folicular¹⁵⁶ (tabla 3).

Diagnóstico de linfoma y otras patologías mediante biopsia de adenopatías de difícil acceso

En muchas ocasiones se da la circunstancia de la existencia de linfomas que precisan ser diagnosticados siendo preciso la biopsia de adenopatías que se encuentran en lugares de difícil acceso, tales como el retroperitoneo, cuello o mediastino. Estas adenopatías presentan una importante hipervascularización, lo que nos ha ayudado a localizarlas gracias a la retención que realizan del ICG una vez inyectados previamente durante la inducción anestésica, teniendo experiencia nuestro grupo con éxito en casos con adenopatías en cuello, en muslo y en retroperitoneo.

Esta misma forma de trabajo nos ha servido para detectar sospechas de adenopatías patológicas en retroperitoneo por recidiva de tumores germinales, realizando este abordaje también con un resultado muy satisfactorio (tabla 3).

Aplicaciones del verde de indocianina en la linfadenectomía - ganglio centinela y mapeo linfático

Ganglio centinela

El ICG para la identificación del ganglio centinela en cirugía oncológica está encontrando un importante desarrollo con la idea de realizar una cirugía conservadora y evitar linfadenectomías extensas cuando no son necesarias, teniendo un gran desarrollo en cirugía del cáncer gástrico^157–159 y de la mama^160–163.

a) Cirugía de estómago

Entre los estudios publicados en relación con la identificación del ganglio centinela mediante fluorescencia con ICG en el cáncer gástrico, se reportan tasas de identificación de los mismos entre un 90 y 100%^157–159 (fig. 3). En el SEntinel Node ORIented Tailored Approach (SENORITA) trial se compara la gastrectomía laparoscópica estándar con la cirugía laparoscópica de navegación en el ganglio centinela y resección endoscópica o segmentaria en los T1N0M0¹⁵⁹. Con esta técnica la cirugía para preservar el estómago se llevó a cabo en el 81,4% de los pacientes¹⁵⁹ (tabla 4).

Figura 3.

Adenopatía sobre la arteria hepática en cirugía gástrica. Punción 24 h antes.

Tabla 4.

Ganglio centinela y mapeo linfático

Autores	N. de pacientes	Solución	Dosis	Método de administración	Tiempo de administración
Cirugía de estómago - ganglio centinela
Bok et al.^158	13	n.e.	0,5 ml (2,5 mg)	En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante la endoscopia	Al principio de la intervención
An et al.^159	245	Albúmina de suero humano radiomarcada con 99mTc	2,5 mg/ml	En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante la endoscopia	Al principio de la intervención
Cirugía de mama - ganglio centinela
Wishart et al.^160	100	n.e.	2 ml (0,5%)	1 ml por vía intradérmica1 ml por vía subcutánea en el borde de la aréola	Al principio de la intervención
Mieog et al.^161	24	Agua estéril y albúmina sérica humana	1,6 ml(desde 50 a 1.000 μM)	Una punción peritumoral o periareolar	Al principio de la intervención
Jung et al.^162	24	Agua destilada y albúmina sérica humana	0,3 ml (0,6 mg)	Una punción peritumoral o periareolar	Al principio de la intervención
Takemoto et al.^163	24	Agua destilada	2 ml (10 mg)	Una punción subareolar	Al principio de la intervención
Cirugía colorrectal - mapeo linfático
Currie et al.^166	30	n.e.	5 mg/ml	En la submucosa a los 4 cuadrantes peritumoral durante colonoscopia	Al principio de la intervención
Handgraaf et al.^167	5	Nanocoloide	0,4 ml	En la submucosa a los 4 cuadrantes peritumoral durante colonoscopia	Al principio de la intervención
Nishigori et al.^168	21	n.e.	0,2-0,3 ml (2,5 mg/ml)	En la submucosa en 2 o 3 punciones peritumoral durante colonoscopia	Desde 1 a 3 días antes de la intervención
Kazanowski et al.^169	5	Agua estéril	2-5 ml	En la submucosa alrededor del tumor durante colonoscopia	Durante la cirugía
Noura et al.^170	25	n.e.	5 mg/ml	En la submucosa a los 4 cuadrantes peritumoral	Al principio de la intervención
Zhou et al.^16	12	n.e.	0,1 mg/ml	En la submucosa a los 4 cuadrantes del tumor	Al principio de la intervención
Watanabe et al.^171	31	Agua estéril	2,5 mg/ml	Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral	Al principio de la intervención
Chand et al.^172	10	n.e.	1 ml(desde 0,5 a 1,6 mg/ml)	Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral	Después de la ligadura vascular y la movilización del colon
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual. Colon:	-	Agua estéril	Dos habones a una concentración de 3 cm^3 con 15 mg de ICG	Punciones en la subserosa a los 2 cuadrantes peritumorales	Al principio de la intervención
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual. Recto medio/alto:	-	Agua estéril	Dos habones a una concentración de 3 cm^3 con 15 mg de ICG	Punciones en la submucosa a los 2 cuadrantes peritumorales	12-24 h antes de la intervención
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual. Recto bajo:	-	Agua estéril	Dos habones a una concentración de 3 cm^3 con 15 mg de ICG	Punciones en la submucosa a los 2 cuadrantes peritumorales	Al principio de la intervención
Cirugía de esófago - mapeo linfático
Schlottmann et al.^11	9	Agua estéril	0,5 cm^3 (1,25 mg/ml)	En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia	Antes de la parte laparoscópica
Hachey et al.^174	10	Agua estéril o albúmina sérica	2,5 mg/ml	En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia	Al principio de la intervención
Yuasa et al.^175	20	n.e.	0,5 ml	Dos punciones peritumoral en la submucosa	Después de la toracotomía
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua estéril	1,25 mg/ml	En la submucosa en los 4 cuadrantes, 0,5 cm^3 peritumoral mediante endoscopia	12-24 h antes de la intervención
Cirugía de estómago - mapeo linfático
Ohdaira et al.^176	6	n.e.	1 ml (33 μg/ml)	En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia	El día antes de la intervención
Miyashiro et al.^177	10	n.e.	0,25-1,25 mg/0,5 ml	4-8 punciones peritumoral durante endoscopia	Al principio de la intervención
Lee et al.^178	20	n.e.	1 ml	En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia	Al principio de la intervención
Shoji et al.^179	20	n.e.	0,5 ml	A los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia	Después de la sección del gran epiplón
Tajima et al.^180	3125	n.e.	0,5 ml	- En la submucosa a los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia- Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral	- Desde 1 a 3 días antes de la intervención- Al principio de la intervención
Kusano et al.^181	22	n.e.	0,5 ml	Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral	Al principio de la intervención
Tummers et al.^182	26	Nanocoloide y solución salina	1,6 ml (0,05 mg)	Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral	Al principio de la intervención
Liu et al.^183	61	n.e.	0,3125 mg/0,5 mlpor cuadrante	En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia	El día antes de la intervención
Chen et al.^184	129	Agua estéril	0,3125 mg/0,5 mlpor cuadrante	En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia	20-30 h antes de la intervención
Baiocchi et al.^185	13	n.e.	2,5 mg/ml por la endoscopia (1-3 ml)0,25 mg/ml por la cirugía (1-3 ml)	En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia o subserosa durante la cirugía	El día antes de la intervención o al principio de la intervención
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual	-	Agua estéril	1,25 mg/ml	En la submucosa en los 4 cuadrantes, 0,5 cm^3 peritumoral mediante endoscopia	12-24 h antes de la intervención
Cirugía de melanoma - mapeo linfático
Göppner et al.^186	24	Agua estéril	0,25 mg/ml	Punciones subcutáneas alrededor del tumor	Al principio de la intervención

n.e.: no especificado.

b) Cirugía de mama

La fluorescencia con ICG ha demostrado una elevada sensibilidad en la detección del ganglio centinela en el cáncer de mama^160–163. Existe un estudio en 100 pacientes con ganglio clínicamente negativo en las que se compararon distintas técnicas para la detección del ganglio centinela¹⁶⁰. Se detectó con una sensibilidad del 100% con ICG, la combinación de ICG y azul de metileno presentó una sensibilidad del 95% y la combinación ICG con radioisótopo del 72,2%¹⁶⁰. En este estudio, la dosis administrada justo antes de la cirugía fue de 2 ml al 0,5% de ICG (1 ml por vía intradérmica y 1 ml por vía subcutánea), observándose su efecto a los 5-10 min¹⁶⁰. La terapia combinada incluyendo ICG podría ser un método factible y seguro para la identificación del ganglio centinela en estos pacientes^162,163 (tabla 4).

Mapeo linfático

a) Cirugía colorrectal

El ICG en la detección intraoperatoria de ganglios linfáticos en cáncer colorrectal puede utilizarse para realizar un mapeo linfático durante la linfadenectomía^16,164–172 (tabla 4), siendo este aspecto especialmente importante si estos ganglios no están presentes en la zona de disección habitual, lo que cambiaría la estrategia quirúrgica con esta información^159,168.

En cirugía de colon se realiza la inyección peritumoral de forma intraoperatoria por vía laparoscópica a nivel subseroso, no lográndose el objetivo en todos los casos, bien porque se derrama contenido o porque no da tiempo a que se difunda adecuadamente, siendo necesario establecer métodos más fiables para realizar la inyección^16,166–172. Nuestro grupo, para favorecer el drenaje linfático una vez realiza la inyección del ICG (fig. 4), inicia la disección en el colon derecho por vía craneal, para preservar el drenaje linfático y dar tiempo a la difusión del ICG, observando su utilidad en la exéresis completa del mesocolon. Por su parte, en el ángulo esplénico el uso del ICG puede mostrar el drenaje del tumor hacia el territorio de la arteria mesentérica inferior o la arteria cólica media.

Figura 4.

Inyección intraoperatoria de ICG en tumor de ciego.

Así mismo, en cirugía del recto se puede inyectar justo antes de comenzar el procedimiento por medio de la utilización de un rectoscopio rígido o mediante rectoscopia flexible 12-24 h antes de la cirugía, siendo preciso definir la mejor forma de realizarlo. En la cirugía de recto podría tener un valor añadido en la valoración de la necesidad de realizar una extirpación de las cadenas ganglionares laterales.

b) Cirugía de esófago

El cáncer de esófago se disemina de una forma multidireccional a través de linfáticos de la submucosa a las estaciones linfáticas regionales, siendo las metástasis linfáticas uno de los factores pronósticos más importantes^11,173–175, y la linfadenectomía extensa necesaria para mejorar el pronóstico^11,173–175. La fluorescencia con ICG está siendo estudiada para el mapeo linfático para la realización de una linfadenectomía guiada^11,173–175. Los primeros estudios han mostrado un aumento del número de adenopatías cuando se realiza el ICG para el mapeo linfático^11,173–175. Sin embargo, más estudios son necesarios antes de introducir este procedimiento en la práctica clínica diaria convencional, aunque parece ser de utilidad teniendo en cuenta las limitaciónes actuales^11,173–175 (tabla 4).

c) Cirugía de estómago

La mayoría de trabajos hablan únicamente del mapeo linfático guiado por fluorescencia con ICG de forma descriptiva, ya que en realidad no se modifica la estrategia quirúrgica planificada inicialmente^176–185. Sin embargo, todos los estudios concluyen que las imágenes de fluorescencia de ICG tienen una alta sensibilidad e imágenes guiadas para la identificación de ganglio centinela y del mapeo linfático^176–185 (tabla 4).

Baiocchi et al. han mostrado que todas las adenopatías que fueron metastásicas captaban ICG, no existiendo adenopatías metastásicas sin captar ICG¹⁸⁵. Además, este estudio mostró que en algunos pacientes fue necesario extender la linfadenectomía fuera del territorio estándar debido a la existencia de ganglios que captaban ICG, observando en un caso que existía una adenopatía positiva¹⁸⁵.

Lógicamente estos hallazgos deben confirmarse con nuevos estudios y en casos de neoadyuvancia o tumores avanzados.

d) Cirugía de melanoma

La dosis de ICG habitualmente utilizada para el mapeo linfático en caso de melanoma es de 2 ml, a una concentración de 0,25 mg/ml¹⁸⁶. Pocos minutos después de la inyección, se incrementa la dosis hasta reinyectar un máximo de 2 ml, con una dosis total máxima inyectada de 3,5 mg de ICG (o 5 ml) por paciente¹⁸⁶. Con la administración antes de la cirugía de 2 ml de ICG (2,5 mg/ml), se ha conseguido una tasa de detección de ganglios del 80% con ICG¹⁸⁶ (tabla 4).

Conclusiones

La fluorescencia con ICG es una tecnología muy útil en cirugía general. Existen suficientes evidencias que ponen de relieve que el empleo de ICG es un recurso seguro, sencillo y fácil de manejar, que resulta muy útil en el reconocimiento de estructuras anatómicas, vascularización de tejidos, tumores y ganglios linfáticos. Las dosis de uso y el modo de empleo es variable de unos grupos a otros, existiendo aún poco consenso en este sentido, fundamentalmente basado en si se deben usar dosis fijas o si debe adaptarse al peso del paciente, lo que conlleva la adecuación de las dosis sin realmente influir en los resultados. Así mismo, la dilución con albúmina parece indicada solamente para los casos de su uso para el ganglio centinela, mientras que lo convencional es diluirlo con agua destilada.

Lógicamente se necesitan más estudios prospectivos y aleatorizados con numerosas muestras de pacientes para sacar conclusiones definitivas sobre el uso y modo de empleo de la fluorescencia en cirugía general, aunque la evidencia reunida hasta ahora es muy alentadora.

Contribuciones de los autores

Salvador Morales-Conde: diseños de estudio, adquisición de datos, análisis e interpretación de resultados, preparación del manuscrito, revisión crítica y aprobación de la versión final del manuscrito.

Eugenio Licardie: diseños de estudio, adquisición de datos, análisis e interpretación de resultados, preparación del manuscrito, revisión crítica y aprobación de la versión final del manuscrito.

Isaias Alarcón: diseños de estudio, adquisición de datos, análisis e interpretación de resultados, preparación del manuscrito, revisión crítica y aprobación de la versión final del manuscrito.

Andrea Balla: diseños de estudio, adquisición de datos, análisis e interpretación de resultados, preparación del manuscrito, revisión crítica y aprobación de la versión final del manuscrito.

Conflicto de intereses

Salvador Morales-Conde, Eugenio Licardie, Isaias Alarcón y Andrea Balla no tienen conflictos de intereses o vínculos financieros que revelar.