metricas
covid
Buscar en
Cirugía Española
Toda la web
Inicio Cirugía Española Guía de uso e indicaciones de la fluorescencia con verde de indocianina (ICG) e...
Información de la revista
Vol. 100. Núm. 9.
Páginas 534-554 (septiembre 2022)
Visitas
22741
Vol. 100. Núm. 9.
Páginas 534-554 (septiembre 2022)
Revisión sistemática
Acceso a texto completo
Guía de uso e indicaciones de la fluorescencia con verde de indocianina (ICG) en cirugía general: recomendaciones basadas en la revisión descriptiva de la literatura y el análisis de la experiencia
Indocyanine green (ICG) fluorescence guide for the use and indications in general surgery: Recommendations based on the descriptive review of the literature and the analysis of experience
Visitas
22741
Salvador Morales-Condea,b, Eugenio Licardieb, Isaias Alarcóna, Andrea Ballaa,c,
Autor para correspondencia
andrea.balla@gmail.com

Autor para correspondencia.
a Unit of Innovation in Minimally Invasive Surgery, Department of General and Digestive Surgery, University Hospital Virgen del Rocío, University of Sevilla, Sevilla, España
b Unit of General and Digestive Surgery, Hospital Quironsalud Sagrado Corazón, Sevilla, España
c UOC of General and Minimally Invasive Surgery, Hospital “San Paolo”, Civitavecchia, Roma, Italia
Este artículo ha recibido
Información del artículo
Resumen
Texto completo
Bibliografía
Descargar PDF
Estadísticas
Figuras (5)
Mostrar másMostrar menos
Resumen

El verde de indocianina es una tinción fluorescente visible con luz cercana al infrarrojo. Es útil para la identificación de las estructuras anatómicas (tracto biliar, uréteres, paratiroides, conducto torácico), la vascularización de tejidos (en anastomosis en cirugía colorrectal, esofágica, gástrica, bariátrica, para plastias y colgajos en cirugía de pared abdominal, hepática, en hernias estranguladas en la isquemia intestinal), para la identificación de tumores (hígado, páncreas, suprarrenal, implantes en la carcinomatosis peritoneal, tumores retroperitoneales y linfomas) y para la identificación del ganglio centinela y del mapeo linfático de tumores malignos (cáncer de estómago, mama, colon, recto, esófago y piel). Las evidencias son muy alentadoras, aunque se necesita la estandarización de su uso y más estudios prospectivos y aleatorizados con mayor número de pacientes para obtener conclusiones definitivas sobre su uso.

El objetivo de esta revisión de la literatura es proveer una guía para el uso de la fluorescencia con verde de indocianina en procedimientos de cirugía general.

Palabras clave:
Fluorescencia
Verde de indocianina (ICG)
Cirugía mínimamente invasiva
Cirugía colorrectal
Cirugía esofágica
Cirugía gástrica
Mapeo de ganglios linfáticos
Ganglio linfático centinela
Abstract

Indocyanine Green is a fluorescent substance visible in near-infrared light. It is useful for the identification of anatomical structures (biliary tract, ureters, parathyroid, thoracic duct), the tissues vascularization (anastomosis in colorectal, esophageal, gastric, bariatric surgery, for plasties and flaps in abdominal wall surgery, liver resection, in strangulated hernias and in intestinal ischemia), for tumor identification (liver, pancreas, adrenal glands, implants of peritoneal carcinomatosis, retroperitoneal tumors and lymphomas) and sentinel node identification and lymphatic mapping in malignant tumors (stomach, breast, colon, rectum, esophagus and skin cancer). The evidence is very encouraging, although standardization of its use and randomized studies with higher number of patients are required to obtain definitive conclusions on its use in general surgery.

The aim of this literature review is to provide a guide for the use of ICG fluorescence in general surgery procedures.

Keywords:
Fluorescence
Indocyanine green (ICG)
Minimally invasive surgery
Colorectal surgery
Esophageal surgery
Gastric surgery
Lymph node mapping
Sentinel lymph node
Texto completo
Introducción

La fluorescencia es una luminiscencia que caracteriza a las sustancias que son capaces de absorber energía en forma de radiaciones electromagnéticas, para posteriormente emitir parte de esa energía en forma de dicha radiación, pero de longitud de onda diferente1.

El verde de indocianina (indocyanine green [ICG]) es una tinción tricarbocianida fluorescente visible con luz cercana al infrarrojo (near infra-red [NIR]) o por sistemas láser, que fue aprobada por la Food and Drug Administration en 19562.

El ICG se hace fluorescente cuando es activado con la NIR, con unos picos de absorción y de emisión de 805-835nm, respectivamente2,3. La fluorescencia se detecta mediante la utilización de cámaras específicas que transmiten esta señal a un monitor, a través del cual se pueden identificar las estructuras en las que se encuentra la tinción3.

Tras la administración intravenosa, el ICG se une rápidamente a las proteínas plasmáticas, eliminándose de forma inalterada por la bilis, sin recirculación enterohepática, con una vida media plasmática de 3-5min y metabolismo hepático2,3. Cuando se inyecta directamente sobre un tejido, el ICG se une a las proteínas y alcanza el ganglio linfático más cercano en pocos minutos, para posteriormente unirse a los ganglios linfáticos regionales después de 1-2h de su inyección3.

En la última década, el uso de la fluorescencia se ha extendido en cirugía general, particularmente en cirugía mínimamente invasiva, gracias al uso del sistema óptico y las fuentes de luz que se requieren para realizar el abordaje laparoscópico o robótico3–8.

El objetivo de esta revisión de la literatura es proveer una guía para orientar en el uso de la fluorescencia en procedimientos quirúrgicos y analizar sus principales aplicaciones en cirugía general.

Método de aplicación del verde de indocianinaPreparación del verde de indocianina

El ICG se administra usualmente diluido con agua destilada3,6,9–12. En caso de que su utilización sea para identificar el ganglio linfático centinela de drenaje de un tumor, el ICG se diluye con albúmina9,10. El objetivo de su uso con albúmina viene determinado por su capacidad de detenerse en ese primer ganglio de drenaje y poderse identificar adecuadamente9,10. Este medicamento no debe diluirse con soluciones salinas (suero fisiológico, solución de Ringer), ya que podrían producirse precipitaciones del colorante4.

Vía de administración

El ICG puede administrarse por diferentes vías, en función de las estructuras a visualizar3,7,13–18. La vía intravenosa es utilizada para identificar intraoperatoriamente la vascularización de tejidos, para realizar una anastomosis o para identificar tejidos con hipoperfusión o isquemia, utilizándose también esta vía para la identificación de tumores, o diferentes estructuras anatómicas3,7,13,14. Para la detección de ganglio centinela o para realizar un mapeo linfático durante la linfadenectomía en el caso de neoplasias malignas9,10, por ejemplo en caso de tumores gastrointestinales, el ICG puede administrarse peritumoral en la capa submucosa o subserosa de la pared intestinal15,16. Por otro lado, el ICG puede administrarse directamente en la vesícula biliar, para la identificación del árbol biliar, o en los uréteres17,18.

Contraindicaciones del uso del verde de indocianina y toxicidad

Se debe tener precaución en pacientes con hipersensibilidad al ioduro de sodio, alérgicos al iodo, con hipertiroidismo clínico, adenomas tiroideos autónomos y alteraciones autónomas focales y difusas de la glándula tiroides, en pacientes con hepatopatías y durante el embarazo3,4. La dosis tóxica letal observada en ratas por vía intravenosa es de 87mg/kg de peso corporal y para administración intraperitoneal en ratones es de 650mg/kg de peso corporal4. Hasta el momento no se han descrito efectos adversos o casos de sobredosis del medicamento ni alteraciones de los valores de laboratorio como consecuencia de una sobredosis en humanos3,4.

Sistemas de detección

Para poder visualizar la fluorescencia emitida por el ICG es necesario tener un sistema de detección que consiste en una fuente de luz de resolución de espectros, una óptica con capacidad de captación de luz con filtros especiales, y una cámara preparada para ello, al igual que el software de control y el hardware de procesamiento, entrada y visualización19. Para obtener la fluorescencia, las moléculas de ICG deben ser iluminadas por una luz NIR o láser con un filtro infrarrojo19,20.

Recientemente, el desarrollo de una nueva tecnología permite detectar intraoperativamente la fluorescencia emitida por el ICG en modo de superposición21,22. Esta modalidad de visualización se compone tanto de la imagen de luz blanca estándar como de la luz NIR superpuesta21,22. En comparación con la tecnología anterior de visualización NIR, con la que era posible visualizar sólo las estructuras fluorescentes, las imágenes en superposición permiten realizar la cirugía con el soporte directamente con la fluorescencia, sin cambiar a luz blanca visualizando estructuras fluorescentes y no fluorescentes al mismo tiempo, como una realidad aumentada21,22.

Una de las limitaciones de esta tecnología es la evaluación subjetiva por parte del cirujano de la captación de la fluorescencia durante la cirugía23–31. A pesar de que se han publicado varias revisiones y metaanálisis en la literatura, la valoración subjetiva de la fluorescencia se sigue considerando como un sesgo debido a la heterogeneidad de la misma25–27. Por esta razón, para cuantificar dicha fluorescencia, recientemente se han propuesto varios tipos de software para obtener una evaluación objetiva de la fluorescencia y establecer mejor la valoración de la perfusión de los tejidos23–31. Estos programas informáticos procesan la señal fluorescente generando una curva de fluorescencia-tiempo (fluorescence-time-curve [FTC]), obteniendo una serie de parámetros diferentes que reflejan la perfusión tisular25,28. No obstante, hay varios factores que pueden influir en la cantidad de fluorescencia, como la concentración plasmática de ICG, los factores de perfusión sistémica (incluida la presión arterial, el gasto cardíaco y la vasoconstricción) y los distintos sistemas de detección25,29. A pesar de los resultados alentadores obtenidos en cirugía plástica, cirugía oftálmica y neurocirugía, los estudios publicados son muy heterogéneos, y actualmente no se dispone de una metodología gold standard estandarizada25,30,31. A la espera de desarrollos tecnológicos en cuanto a la cuantificación de la fluorescencia, parece que la dosis fija de ICG por kg de peso para cada paciente, la configuración de la cámara NIR fija estable y los factores de perfusión sistémica son fundamentales para una cuantificación homogénea25.

Identificación de estructuras anatómicasVía biliar

La fluorescencia con ICG permite realizar una colangiografía virtual a tiempo real intraoperatoria durante la colecistectomía laparoscópica y evitar situaciones de potencial riesgo de lesión de la vía biliar13,14,17,32–47.

El ICG, al concentrarse a nivel hepático y excretarse por la bilis, hace posible que se dibuje la anatomía del árbol biliar13,14,17,32–47. El uso del ICG para la identificación de la vía biliar ha sido evaluado en múltiples estudios en los que se ha demostrado altas tasas de detección del conducto cístico hasta del 100%13,32,33, aunque esta tasa de detección baja en casos de colecistitis aguda, debido al proceso inflamatorio13,14,17,32–47.

La alta fluorescencia del hígado puede impedir o dificultar la identificación del árbol biliar, proponiéndose su inyección 12-24h antes de la cirugía13,14,17,32–47. Es cierto que con los nuevos sistemas de imagen, con sistemas avanzados de visualización, se puede trabajar con luz al infrarrojo sin cambiar a un sistema blanco/negro, facilitando la identificación de la vía biliar sin excesivas molestias de esa alta fluorescencia del hígado13,14,17,32–47. Por otra parte, también se ha propuesto para evitar este problema su inyección directa intravesicular13,14,17,32–47, aunque este sistema tiene la desventaja que un cálculo en el cístico puede bloquear su difusión y que si se derrama el ICG puede dificultarse su uso intraoperatorio13,14,17,32–47.

La dosis y administración de ICG para la identificación de la vía biliar con fluorescencia se comenta en la tabla 1. Nuestra forma de uso consiste en su inyección intravenosa en el momento de la inducción anestésica (20-30min antes de la cirugía) en una dosis prefijada de 15mg de ICG diluido en 3cm3 de agua destilada (fig. 1).

Tabla 1.

Dosis y vía de administración del verde de indocianina (ICG) para la valoración de estructuras anatómicas

Autores  N. de pacientes  Solución  Dosis  Método de administración  Tiempo de administración 
Vía biliar
Boni et al.13  52  Solución salina  0,4mg/kg  Intravenoso  14±9min antes de la cirugía 
Graves et al.17  11  Agua estéril  0,025mg/ml (1ml)  Intravesicular  Durante la cirugía 
Dip et al.33  45  n.e.  0,05mg/kg  Intravenoso  60min antes de la cirugía 
Schols et al.34  30  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  A la inducción de anestesia 
Buchs et al.36  23  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  30-45min antes de la cirugía 
Quaresima et al.37  44  Agua estéril  0,1±0,1 mg/Kg  Intravenoso  10,7±8,2h antes de la cirugía 
Lehrskov et al.39  60  n.e.  0,05mg/kg  Intravenoso  A la inducción de anestesia 
Hiwatashi et al.40  65  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  2h antes de la cirugía 
Daskalaki et al.41  184  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  45min antes de la cirugía 
Dip et al.42  321  n.e.  0,05mg/kg  Intravenoso  45min antes de la cirugía 
Broderick et al.43  400  Agua estéril  7,5mg en total  Intravenoso  45min antes de la cirugía 
Bleszynski et al.44  108  n.e.  4mg en total  Intravenoso  A la inducción de anestesia 
Liu et al.46  46  n.e.  0,125mg/ml (10ml)  Intravesicular  Durante la cirugía 
Gené Škrabec et al.47  20  Agua estéril  0,25mg/ml(agua estéril 1ml +bilis 9ml)  Intravesicular  Durante la cirugía 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua estéril  Dosis de 15mg en 3cm3  Intravenoso  A la inducción de anestesia (20-30min antes de la cirugía) 
Uréteres
Siddighi et al.18  >10  Agua estéril  25mg en 10ml por lado  Catéter ureteral  Antes de la cirugía bajo anestesia general 
Mandovra et al.50  30  Agua estéril  5mg en 2ml por lado  Catéter ureteral  Antes de la cirugía bajo anestesia general 
Ryu et al.51  n.e.  n.e.  Catéter ureteral  Antes de la cirugía bajo anestesia general 
White et al.52  16  n.e.  2,5mg/ml por 5ml por por lado  Catéter ureteral  Antes de la cirugía bajo anestesia general 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual53  Agua estéril  Relleno de catéter con una dilución de25mg/5cm3  Catéter ureteral  Antes de la cirugía una vez bajo anestesia general 
Paratiroides
Van den Bos et al.55  30  Agua estéril  2,5mg/ml (3ml)  Intravenoso  1. Antes de la extracción del hemitiroides2. Después de la extracción del hemitiroides 
Razavi et al.56  43  n.e.  5mg  Intravenoso  Al final de la cirugía 
Rudin et al.57  86  n.e.  3ml  Intravenoso  Durante la cirugía 
Papavramidis et al.61  60  n.e.  5mg (1 ml)  Intravenoso  1. Después la extracción del tiroides 
Alesina et al.62  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  1. Después la movilización del tiroides en autofluorescencia sin ICG2. Con administración de ICG 
Lerchenberger et al.63  50  Agua estéril  5mg (1ml)  Intravenoso  1. Después la movilización del tiroides en autofluorescencia sin ICG2. Con administración de ICG 
Conducto torácico
Vecchiato et al.64  20  Solución salina  0,5mg/kg  Por vía percutáneabilateralmente en los ganglios inguinales superficiales  Antes de la toracoscopiaen esofagectomía total, y después la laparoscópicaen la esofagectomía de la Ivor Lewis 
Chakedis et al.65  Solución salina  2,5mg/ml(1-2ml)  Por vía subcutánea en el dorso del pie izquierdo  15min antes de la disección del nivel IV del cuello 

n.e.: no especificado.

Figura 1.

Identificación del conducto biliar.

(0.09MB).
Uréteres

Las lesiones del uréter han sido descritas durante cirugía colorrectal, con una incidencia que varía entre el 0,15-0,66%48. Para la identificación de los uréteres se han utilizado diferentes métodos como la utilización de stents luminosos49. Sin embargo, este tipo de dispositivos no está exento de riesgos, incluido las lesiones ureterales, hematuria, infecciones del tracto urinario, y la imposibilidad de sobrepasar una estenosis49.

Para la identificación de los uréteres, el ICG se inyecta a través de la inserción de la punta de un catéter en el orificio ureteral mediante cistoscopia en el mismo acto quirúrgico bajo anestesia general antes de comenzar el procedimiento, lo que puede reducir las complicaciones iatrogénicas al no forzar su entrada, y permitir rellenar los mismos con ICG incluso existiendo una estenosis parcial, ya que el líquido podría superarla, y poder así identificarlos18,50–53. El motivo de esta forma de utilización es debido a que el ICG se elimina por vía hepática, y por tanto no alcanza el uréter al administrarse de manera intravenosa2,3,18 (tabla 1).

Nuestra forma de uso consiste en la colocación de un catéter por urología en la desembocadura de los mismos en la vejiga y en rellenar los mismos con una dosis de 25mg en 5cm3 de agua destilada, cerrando dicho catéter durante la cirugía pudiendo drenar la orina alrededor del mismo en la vejiga53 (tabla 1).

Paratiroides

La fluorescencia con ICG puede ser útil para la identificación de las glándulas paratiroides durante la cirugía del tiroides54–58. Recientemente se ha podido observar que la autofluorescencia (AF) de las paratiroides, sin necesidad de administrar ICG, puede ser de gran utilidad para dicha identificación utilizando dispositivos de infrarrojo cercano a las mismas, aproximadamente 2-3cm59,60. Se ha descrito que la AF puede llegar a tener un 96-98% de eficacia para la identificación de las paratiroides59,60. Sin embargo, la mayoría de los autores describen que es de mayor utilidad para verificar la identificación y vascularización de las glándulas una vez que el cirujano ya las ha localizado, con lo cual la AF puede ser útil como una herramienta de confirmación anatómica intraoperatoria y para valorar y predecir la hipocalcemia postoperatoria59–63 (tabla 1).

Conducto torácico

La fluorescencia ICG se puede utilizar para identificar el conducto torácico (CT)64,65. La lesión del CT puede ocurrir durante la esofagectomía, la disección del cuello o la cirugía pulmonar y el desarrollo de quilotórax es una complicación quirúrgica temida64,65. La inyección subcutánea de ICG cerca de las estaciones de los ganglios linfáticos puede ayudar a detectar el CT intraoperatoriamente para evitar lesiones iatrogénicas64,65 (tabla 2).

Tabla 2.

Dosis y vía de administración del verde de indocianina (ICG) para la valoración de la perfusión de tejidos

Autores  N. de pacientes  Solución  Dosis de ICG  Método de administración  Tiempo de administración 
Cirugía colorrectal
Boni et al.3  107  Agua soluble  0,2mg/kg  Intravenoso  Después de la sección del mesenterio, antes de la anastomosis 
Gröne et al.71  18  n.e.  15mg en total  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
Jafari et al.72  139  n.e.  Desde 3,75 a 7,5mg  Intravenoso  Después da la movilización del colon y de la anastomosis 
Kin et al.73  173  n.e.  3ml  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
De Nardi et al.74  118  Agua estéril  0,3mg/kg  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon y después da la anastomosis 
Kawada et al.75  68  n.e.  5mg en total  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
Kim et al.76  123  n.e.  10mg en total  Intravenoso  Después da la movilización del colon 
Hasegawa et al.77  141  n.e.  5mg en total  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
Ishii et al.78  223  n.e.  5mg en total  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
Watanabe et al.79  211  n.e.  0,25mg/kg  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
Morales-Conde et al.80  192  Agua estéril  15mg en total  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
Wada et al.81  112  n.e.  5mg en total  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
Chang et al.82  110  n.e.  5mg en total  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
Tsang et al.83  62  n.e.  10mg  Intravenoso  Después de la sección proximal del colon 
Impellizzeri et al.84  98  Agua soluble  12,5mg en 5ml  Intravenoso  Después da la movilización del colon y la ligadura de los vasos, antes de la sección del colon 
Alekseev et al.85  187  n.e.  0,2mg/kg  Intravenoso  Antes de la sección proximal del colon 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua estéril  Dosis única de 15mg en 3cm3  Intravenoso  Colon izquierdo/recto: antes de la sección de colon proximalColon derecho/ángulo esplénico: antes de la sección del con e íleon 
Cirugía esofágica
Kitagawa et al.86  46  n.e.  5mg en total  Intravenoso  Antes de la construcción del tubo gástrico y después de la transposición en tórax 
Sarkaria et al.87  42  Solución acuosa  10 en total  Intravenoso  Antes de la construcción del tubo gástrico 
Karampinis et al.88  35  n.e.  7,5mg en total  Intravenoso  Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax 
Kumagai et al.89  70  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax 
Rino et al.90  33  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax 
Yukaya et al.91  27  n.e.  0,1mg/kg  Intravenoso  Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax 
Zehetner et al.92  150  n.e.  2,5 en total  Intravenoso  Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax 
Shimada et al.93  40  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  Después de la creación del tubo gástrico, antes y después de la transposición en tórax 
Koyanagi et al.94  40  n.e.  Desde 1,25 a 2,5mg en total  Intravenoso  Después de la creación del tubo gástrico y después de la transposición en tórax 
Noma et al.95  71  n.e.  12,5mg en total  Intravenoso  Después de la creación del tubo gástrico y después de la transposición en tórax 
Luo et al.96  86  Agua estéril  0,5mg/kg  Intravenoso  Después de la creación del tubo gástrico y antes de la transposición en tórax 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua estéril  Dosis única de 15mg en 3cm3  Intravenoso  Tras realizar el tubo gástrico antes del último disparo de la endograpadora 
Cirugía gástrica
Huh et al.98  30  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  Después de la anastomosis 
Kim et al.99  20  n.e.  7,5mg en total  Intravenoso  Antes de la anastomosis 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua estéril  Dosis única de 15mg en 3cm3  Intravenoso  Antes de la anastomosis 
Cirugía bariátrica
Ortega et al.100  86  n.e.  3ml  Intravenoso  Después de la gastrectomía vertical 
Di Furia et al.101  43  n.e.  5ml  Intravenoso  Después de la gastrectomía vertical 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua estéril  Dosis única de 25mg en 5cm3  Intravenoso  Gastrectomía vertical: después de realizarloby-pass gástrico: tras realizar la anastomosis 
Valoración en hernia estrangulada
Gianchandani Moorjani et al.102  n.e.  10mg en 2ml  Intravenoso  n.e. 
Daskalopoulou et al.103  n.e.  3ml  Intravenoso  Después de la reducción de la hernia en el abdomen 
Ryu et al.104,105  n.e.  10mg en 2ml  Intravenoso  Después de la reducción de la hernia en el abdomen 
Ryu et al.106  n.e.  10mg en 2ml  Intravenoso  Después de la reducción de la hernia en el abdomen 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua estéril  Dosis única de 15mg en 3cm3  Intravenoso  Una vez reducido el contenido estrangulado y reparada la hernia 
Valoración en isquemia intestinal
Karampinis et al.107  52  n.e.  7,5mg en total  Intravenoso  Durante la exploración de la cavidad abdominal 
Alexander et al.108  n.e.  0,25mg en total  Intravenoso  Durante la exploración de la cavidad abdominal 
Reconstrucción de pared abdominal
Cho et al.110  10  n.e.  n.e.  Intravenoso  Después de la creación del colgajo 
Shao et al.111  88  n.e.  10mg en total  Intravenoso  Después de la creación del colgajo 
Colavita et al.112  15  n.e.  5mg en total  Intravenoso  Antes de la incisión y antes del cierre de piel 
Wormer et al.113  46  n.e.  5mg en total  Intravenoso  Antes de la incisión y antes del cierre de piel 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua estéril  Dosis única de 15mg en 3cm3  Intravenoso  Antes del cierre de la piel 
Valoración del colgajo para la reconstrucción en cirugía de mama
Hembd et al.115  506  Solución salina  7,5mg en 3cm3  Intravenoso  10 a 15min después de la anastomosis vascular del colgajo 
Alstrup et al.116  77  Solución salina  7,5mg en total  Intravenoso  Durante la operación y después detransposición del colgajo a la zona receptora 
Chirappapha et al.117  29  n.e.  0,25mg/kg  Intravenoso  Después de obtener el colgajo pediculado por completo 
Anker et al.118  42  n.e.  0,3mg/kg  Intravenoso  Tras completar la retirada del colgajo antes de la sección del pedículo 
Valoración de los límites de la resección hepática anatómica
Kobayashi et al.120  13  n.e.  2,5mg  Intravenoso  Después de ligar la vena porta 
  92  5mg carmín de índigo  0,25mg  Intraportal  Después de clampar la arteria hepática derecha o izquierda 
Marino et al.121  25  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  Después de clampar la rama portal del área hepática en la que se encuentra el tumor que se va a extirpar 
    Solución salina  2,5mg en total  Intraportal  Después de pinzar la arteria y la vena porta 
Urade et al.122  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  Después del cierre del pedículo hepático 
Nishino et al.123  10  n.e.  Intravenoso  Después del cierre del pedículo hepático 
Xu et al.124  27  Agua estéril  1ml de 0,025mg/ml  Intravenoso  Después del cierre del pedículo hepático 
  Agua estéril  5-10ml de 0,025mg/ml  Intraportal  Después de la oclusión de la vena porta o del pedículo de Glisson de la zona a resecar 
Aoki et al.125  14  n.e.  1ml de 0,025 mg/ml  Intraportal  Por vía percutánea antes de iniciar la cirugía 
Ito et al.126  Carmín de índigo: 5mlMicroburbujas de perflubutano: 0,3ml  0,25mg  Intraportal  Por vía percutánea antes de iniciar la cirugía 

n.e.: no especificado.

Valoración de la perfusión de tejidos

La valoración de la vascularización de los tejidos para realizar una anastomosis ha sido demostrada en distintas áreas de la cirugía general66, como la cirugía colorrectal3,67–85, esofágica86–97, gástrica98,99 y bariátrica100,101. Además, su uso se ha expandido para establecer la necesidad de realizar una resección intestinal en hernias estranguladas102–106 o valorar la extensión de la resección en procesos de isquemia intestinal en cirugía de urgencias107–109, para la valoración de la viabilidad de tejidos en cirugía de la hernia y reconstrucción de pared abdominal110–113, para evaluar la perfusión del tejido del colgajo en la reconstrucción mamaria114–118 y para la resección anatómica hepática119–126.

Las dosis y forma de administración en cada uno de los usos que se plantean a continuación vienen recogidos en la tabla 2.

Perfusión de tejidos para la realización de anastomosis

El mejor momento para valorar la vascularización para realizar una anastomosis es a la primera llegada del colorante al realizar angiografía de fluorescencia con ICG (AF-ICG), ya que el ICG es una pequeña molécula, que puede difundirse a través del flujo capilar submucoso a lo largo del tiempo fuera de los límites de las zonas isquémicas inicialmente delimitadas por el mismo127. Este fenómeno puede conducir a una sobreestimación cualitativa de la zona perfundida, cuando dicha estimación se basa únicamente en la presencia de una señal fluorescente, llevando a una confusión y a realizar una anastomosis en tejido mal perfundido127.

La ventaja más evidente de la técnica de AF-ICG es la visualización en tiempo real de la perfusión sanguínea a los tejidos127. Sin embargo, existen aún problemas a resolver como el hecho de no permitir la evaluación del retorno venoso, cuyo daño puede influir también en la viabilidad de una anastomosis o en el desarrollo de una estenosis posterior, o el lavado de los tejidos para poder hacer una reevaluación de una zona de anastomosis90.

Una vez que los vasos y los tejidos están teñidos, el marcado realce dura unos 5min, hasta que el hígado segrega el ICG en la bilis intacta, habiéndose establecido que el tiempo de lavado de la zona a realizar la anastomosis es de unos 15-20min para poder realizar una reinyección y una nueva valoración2,3.

Cabe señalar que la mayoría de los documentos comentados en relación con el uso del AF-ICG no incluyen una evaluación cuantitativa objetiva de la angiografía de fluorescencia66,80,81. Un método estandarizado para evaluar objetivamente y cuantitativamente la perfusión anastomótica podría dar lugar a nuevos cambios de estrategia en estos pacientes, pero todavía no se dispone de un instrumento de dichas características ampliamente aceptado23,24,80,81,91. Además, la cuantificación daría más valor a su reinyección para una reevaluación de la perfusión de un tejido en concreto23–31.

La tabla 2 muestra las dosis y vías de administración para la valoración de perfusión por parte de diferentes autores. Nuestro grupo usa una dosis fija de 3cm3 de agua destilada con 15mg de ICG intravenosa en todos los casos excepto en los pacientes bariátricos y con índice de masa corporal mayor de 40kg/m2, donde la dosis que utilizamos es de 5cm3 con 15mg de ICG. Dicha infusión la realizamos antes de la sección del colon o íleon en cirugía colorrectal, antes de realizar la anastomosis en cirugía gástrica (para valorar el muñón duodenal y la zona donde vamos a realizar la anastomosis), antes de la última carga de endograpadora durante la realización del tubo gástrico en cirugía esofágica (para evitar la confusión en la interpretación con la influencia de la vascularización submucosa gástrica) y tras realizar la gastrectomía vertical y la anastomosis en el by-pass gástrico en cirugía bariátrica para valorar el estado final del procedimiento.

Perfusión de tejidos para la valoración de su viabilidad en urgenciasa) Hernia estrangulada

En la literatura únicamente se han descrito pocos casos sobre el uso de AF-ICG en relación con las hernias inguinales y umbilicales102–106. Sin embargo, los resultados parecen prometedores, favoreciendo principalmente la prevención de resecciones intestinales innecesarias102–106 (tabla 2).

b) Isquemia intestinal

Se está estudiando la aplicación clínica de la AF-ICG durante la cirugía de urgencia por isquemia intestinal107–109. Karampinis et al. describen un cambio de estrategia quirúrgica en el 11,5% de los casos107; sin embargo, en un estudio experimental, Seeliger et al. reportan una discrepancia entre la evaluación de la mucosa y la serosa109, por lo que se requieren más estudios para investigar esta aplicación (tabla 2).

Sin embargo, es importante puntualizar que, en los casos de urgencia mencionados, la AF-ICG sólo evalúa la isquemia arterial y no la venosa90,102–109.

Reconstrucción de pared abdominal

La fluorescencia con ICG parece ser de utilidad también para disminuir las tasas de complicaciones en casos de hernia y de reconstrucción de pared abdominal110–113.

En la literatura se reporta el uso de AF-ICG en casos de reconstrucción compleja de la pared abdominal tratada con separación anterior de componentes, mostrando reducción en las tasas de necrosis cutánea postoperatoria e infección de la herida quirúrgica110–113 (tabla 2).

Valoración del colgajo para la reconstrucción en cirugía de mama

La necrosis del colgajo tras la reconstrucción mamaria es una de las complicaciones postoperatorias más temidas tanto por la paciente como por el cirujano, y la hipoperfusión es la principal causa relacionada con el fallo del colgajo114–118. La AF-ICG permite evaluar la perfusión del colgajo y crear un colgajo más preciso, lo que reduce la tasa de complicaciones postoperatorias, los estudios de imagen postoperatoria, las visitas de seguimiento, las biopsias y reintervenciones de revisión114–118.

Valoración de los límites de la resección hepática anatómica

La AF-ICG también es útil para facilitar la identificación de márgenes hepáticos para la resección anatómica del hígado en caso de tumor hepático, mostrando resultados prometedores119–126.

Se han descrito varias estrategias intraoperatorias con el fin de delimitar los márgenes para obtener una correcta resección hepática119–126. Con la «técnica de tinción negativa» (negative staining technique), después de administrar por vía intravenosa el ICG, tras clampar temporalmente de la rama portal que drena al tumor o al parénquima de la región hepática a extirpar, permite identificar los márgenes del segmento no teñido, y resecarlo a lo largo de la demarcación119–126. La «técnica de tinción positiva» (positive staining technique) consiste en la inyección de ICG directamente en una (single-staining) o más (multiple-staining) ramas portales, con la arteria y las venas portales clampadas para evitar el lavado del colorante119–126. De este modo, el parénquima hepático que se va a extirpar aparece teñido con fluorescencia119–126. En la «técnica de contratinción» (counterstaining technique), la inyección de ICG se realiza en la rama portal del parénquima hepático que debe conservarse119–126. De este modo, el parénquima hepático que se va a extirpar no aparece teñido119–126. Otra estrategia para la resección hepática anatómica se denomina «técnica de tinción negativa paradójica» (paradoxical negative staining technique): cuando la vena hepática de drenaje está ocluida por el tumor, se produce la regurgitación del flujo portal119–126. En tal situación, el territorio portal regurgitado se muestra como un defecto de fluorescencia incluso cuando se punciona la vena porta y se inyecta ICG119–126 (tabla 2).

Identificación de tumoresTumores primarios de hígado y metástasis hepáticas

La fluorescencia con ICG permite la identificación de las lesiones hepáticas128–136. El tejido hepático sano elimina el ICG en un plazo de 2h, mientras el tejido peritumoral lo podría retener por la compresión que se produce en los conductos biliares por el propio tumor, marcando un halo que permite identificar la lesión y marcar los límites de resección, circunstancia que se observa en las metástasis hepáticas128,129,135. Por su parte, el carcinoma hepatocelular es identificado porque el ICG se retiene dentro de la lesión permitiendo la identificación del mismo128,129 (tabla 3).

Tabla 3.

Identificación de tumores

Autores  N. de pacientes  Solución  Dosis  Método de administración  Tiempo de administración 
Tumores primarios de hígado y metástasis hepáticas
Peloso et al.128  25  n.e.  0,5mg/kg  Intravenoso  24h antes de la cirugía 
Abo et al.130  117  Agua destilada  0,5mg/kg  Intravenoso  24h antes de la cirugía 
Terasawa et al.131  41  n.e.  0,5mg/kg  Intravenoso  3 días antes de la cirugía 
Ishizawa et al.132  26  n.e.  0,5mg/kg  Intravenoso  En mediana 3 días antes de la cirugía 
Inoue et al.133  24  n.e.  2,5mg / 2,5mg  Intravenoso /intraportal  Después de la ligadura del hilio/después de la ligadura de la arteria hepática 
Morita et al.134  58  n.e.  0,5mg/kg  Intravenoso  En media 14,7 días antes de la cirugía 
Lieto et al.135  n.e.  0,5mg/kg  Intravenoso  24h antes de la cirugía 
Yao et al.136  18  n.e.  2,5mg / 2,5mg  Intravenoso /intraportal  Para hepatectomía derecha: después de la ligadura de los vasos derechos 
Tumores pancreáticos
Rho et al.138  37  n.e.  5mg en total  Intravenoso  Durante la disección del proceso uncinado 
Hutteman et al.139  n.e.  Desde 5 a 10mg  Intravenoso  Después de la exposición de la neoplasia 
Newton et al.140  20  n.e.  Desde 2,5 a 5mg  Intravenoso  24h antes de la cirugía 
Paiella et al.141  10  Solución salina  25mg en total(5 bolos de 5mg)  Intravenoso  Durante la cirugía 
Shirata et al.142  23  n.e.  2,5mg en total  Intravenoso  Durante la cirugía 
Tumores adrenales
Colvin et al.143  40  n.e.  Desde 3,8 a 20mg  Intravenoso  Después de la exposición del espacio retroperitoneal 
Arora et al.144  55  Agua destilada  5mg en total  Intravenoso  Durante la cirugía 
Sound et al.145  10  Agua destilada  Desde 7,5 a 18,8mg  Intravenoso  Después de la exposición del espacio retroperitoneal 
Lerchenberger et al.146  n.e.  5mg por cada suprarrenal  Intravenoso  Después de la exposición del espacio retroperitoneal 
Tuncel et al.147  Agua destilada  5mg en total  Intravenoso  Después de la exposición del espacio retroperitoneal 
Implantes peritoneales
Veys et al.150  20  n.e.  0,25mg/kg  Intravenoso  Después de visualizar la cavidad abdominal 
Liberale et al.151  14  n.e.  0,25mg/kg  Intravenoso  Después de visualizar la cavidad abdominal 
Barabino et al.152  10  Solución estéril de glucosa al 5%  0,25mg/kg  Intravenoso  Después de visualizar la cavidad abdominal 
Filippello et al.153  10  n.e.  0,25mg/kg  Intravenoso  24h antes de la cirugía 
Lieto et al.154  n.e.  0,25mg/kg  Intravenoso  Después de visualizar la cavidad abdominal 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual155  Agua destilada  Dosis única de 15mg en 3cm3  Intravenoso  Después de visualizar la cavidad abdominal 
Tumores retroperitoneales
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua destilada  Dosis única de 15mg en 3cm3  Intravenoso  En la inducción anestésica (20-30min antes de la cirugía) 
Perfusión de tejidos para la valoración de su infiltración - linfoma intestinal
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual156  Agua estéril  Dosis única de 15mg en 3cm3  Intravenoso  Una vez identificada la posible zona de afectación por linfoma 
Diagnóstico de linfoma y otras patologías mediante biopsia de adenopatías
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua destilada  Dosis única de 15mg en 3cm3  Intravenoso  En la inducción anestésica (20-30min antes de la cirugía) 

n.e.: no especificado.

Tumores pancreáticos

La aplicación de la fluorescencia con ICG para la identificación de tumores pancreáticos, aunque no es usada de manera rutinaria, parece ser prometedora137–142. Se ha utilizado para comprobar la extirpación completa del mesopáncreas en el caso de las pancreaticoduodenectomías laparoscópicas137–139, y dado que la extirpación total del margen retroperitoneal es un importante factor pronóstico, podría tener un valor de suma importancia137 (tabla 3).

Tumores adrenales

La identificación de las glándulas suprarrenales (GS) y de sus límites anatómicos puede resultar difícil143–147. En base a la diferencia en la perfusión entre las GS y los tejidos circundantes, dichas glándulas, y los diferentes tipos de tumores localizados en las mismas, pueden ser identificados143–147. Los tumores adrenocorticales son reconocidos fácilmente por la mayor fluorescencia, sin embargo, los feocromocitomas son hipofluorescentes143–147. Esta tecnología podría encontrar su uso para poder valorar el aporte sanguíneo al tejido adrenal remanente146,147 (tabla 3).

Carcinomatosis peritoneal

La detección preoperatoria de metástasis peritoneales es difícil con las técnicas de imagen de las que disponemos148–155. Un adecuado diagnóstico y estadificación son importantes para la elección de la mejor opción terapéutica148–154. Parece que la aplicación clínica de la fluorescencia con ICG en la carcinomatosis peritoneal debe reservarse en pacientes con índice de carcinomatosis menor de 8, ya que en pacientes en los que se ha diagnosticado de manera preoperatoria una amplia diseminación metastásica peritoneal, el valor de la fluorescencia es limitado152,153.

En pacientes con carcinomatosis peritoneal de cáncer colorrectal, la estadificación y la integridad de la cirugía citorreductora son factores pronósticos importantes152. Las imágenes guiadas por fluorescencia pueden ser una herramienta que facilite la evaluación intraoperatoria de los márgenes tumorales e implantes no detectados más allá de los métodos actuales de palpación e inspección visual148–155.

La mayoría de los estudios reportados, después de realizar una exploración clínica de la cavidad abdominal, administraron 0,25mg/kg de ICG por vía intravenosa para detectar lesiones fluorescentes, orientando así su escisión148–152,154,155. Solamente Filippello et al. evaluaron las lesiones peritoneales ex vivo tras su escisión153 (tabla 3).

Tumores retroperitoneales

Nuestro grupo ha comenzado recientemente con el uso de esta tecnología en la identificación de tumores a este nivel. Recientemente nos ha servido para la extirpación de un Schwanoma localizado a nivel retroperitoneal, así como para valorar sus límites de resección durante su disección (fig. 2). Para este uso realizamos una inyección 30min antes de la cirugía (en la inducción anestésica) ya que el tumor, al estar hipervascularizado, retendría el ICG, permitiendo su identificación y correcta exéresis (tabla 3).

Figura 2.

Identificación de Schwannoma.

(0.14MB).
Perfusión de tejidos para la valoración de su infiltración - linfoma intestinal

Fernández Veiga et al. presentaron su experiencia en un caso de linfoma intestinal156. Tras la administración de 15mg de ICG por vía intravenosa antes de la cirugía, la fluorescencia permitió visualizar un segmento de intestino delgado y sus ganglios linfáticos que fueron biopsiados, resultando un linfoma folicular156 (tabla 3).

Diagnóstico de linfoma y otras patologías mediante biopsia de adenopatías de difícil acceso

En muchas ocasiones se da la circunstancia de la existencia de linfomas que precisan ser diagnosticados siendo preciso la biopsia de adenopatías que se encuentran en lugares de difícil acceso, tales como el retroperitoneo, cuello o mediastino. Estas adenopatías presentan una importante hipervascularización, lo que nos ha ayudado a localizarlas gracias a la retención que realizan del ICG una vez inyectados previamente durante la inducción anestésica, teniendo experiencia nuestro grupo con éxito en casos con adenopatías en cuello, en muslo y en retroperitoneo.

Esta misma forma de trabajo nos ha servido para detectar sospechas de adenopatías patológicas en retroperitoneo por recidiva de tumores germinales, realizando este abordaje también con un resultado muy satisfactorio (tabla 3).

Aplicaciones del verde de indocianina en la linfadenectomía - ganglio centinela y mapeo linfáticoGanglio centinela

El ICG para la identificación del ganglio centinela en cirugía oncológica está encontrando un importante desarrollo con la idea de realizar una cirugía conservadora y evitar linfadenectomías extensas cuando no son necesarias, teniendo un gran desarrollo en cirugía del cáncer gástrico157–159 y de la mama160–163.

a) Cirugía de estómago

Entre los estudios publicados en relación con la identificación del ganglio centinela mediante fluorescencia con ICG en el cáncer gástrico, se reportan tasas de identificación de los mismos entre un 90 y 100%157–159 (fig. 3). En el SEntinel Node ORIented Tailored Approach (SENORITA) trial se compara la gastrectomía laparoscópica estándar con la cirugía laparoscópica de navegación en el ganglio centinela y resección endoscópica o segmentaria en los T1N0M0159. Con esta técnica la cirugía para preservar el estómago se llevó a cabo en el 81,4% de los pacientes159 (tabla 4).

Figura 3.

Adenopatía sobre la arteria hepática en cirugía gástrica. Punción 24h antes.

(0.11MB).
Tabla 4.

Ganglio centinela y mapeo linfático

Autores  N. de pacientes  Solución  Dosis  Método de administración  Tiempo de administración 
Cirugía de estómago - ganglio centinela
Bok et al.158  13  n.e.  0,5ml (2,5mg)  En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante la endoscopia  Al principio de la intervención 
An et al.159  245  Albúmina de suero humano radiomarcada con 99mTc  2,5mg/ml  En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante la endoscopia  Al principio de la intervención 
Cirugía de mama - ganglio centinela
Wishart et al.160  100  n.e.  2ml (0,5%)  1ml por vía intradérmica1ml por vía subcutánea en el borde de la aréola  Al principio de la intervención 
Mieog et al.161  24  Agua estéril y albúmina sérica humana  1,6ml(desde 50 a 1.000μM)  Una punción peritumoral o periareolar  Al principio de la intervención 
Jung et al.162  24  Agua destilada y albúmina sérica humana  0,3ml (0,6mg)  Una punción peritumoral o periareolar  Al principio de la intervención 
Takemoto et al.163  24  Agua destilada  2ml (10mg)  Una punción subareolar  Al principio de la intervención 
Cirugía colorrectal - mapeo linfático
Currie et al.166  30  n.e.  5mg/ml  En la submucosa a los 4 cuadrantes peritumoral durante colonoscopia  Al principio de la intervención 
Handgraaf et al.167  Nanocoloide  0,4ml  En la submucosa a los 4 cuadrantes peritumoral durante colonoscopia  Al principio de la intervención 
Nishigori et al.168  21  n.e.  0,2-0,3ml (2,5mg/ml)  En la submucosa en 2 o 3 punciones peritumoral durante colonoscopia  Desde 1 a 3 días antes de la intervención 
Kazanowski et al.169  Agua estéril  2-5ml  En la submucosa alrededor del tumor durante colonoscopia  Durante la cirugía 
Noura et al.170  25  n.e.  5mg/ml  En la submucosa a los 4 cuadrantes peritumoral  Al principio de la intervención 
Zhou et al.16  12  n.e.  0,1mg/ml  En la submucosa a los 4 cuadrantes del tumor  Al principio de la intervención 
Watanabe et al.171  31  Agua estéril  2,5mg/ml  Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral  Al principio de la intervención 
Chand et al.172  10  n.e.  1ml(desde 0,5 a 1,6mg/ml)  Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral  Después de la ligadura vascular y la movilización del colon 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual. Colon:  Agua estéril  Dos habones a una concentración de 3cm3 con 15mg de ICG  Punciones en la subserosa a los 2 cuadrantes peritumorales  Al principio de la intervención 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual. Recto medio/alto:  Agua estéril  Dos habones a una concentración de 3cm3 con 15mg de ICG  Punciones en la submucosa a los 2 cuadrantes peritumorales  12-24h antes de la intervención 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual. Recto bajo:  Agua estéril  Dos habones a una concentración de 3cm3 con 15mg de ICG  Punciones en la submucosa a los 2 cuadrantes peritumorales  Al principio de la intervención 
Cirugía de esófago - mapeo linfático
Schlottmann et al.11  Agua estéril  0,5cm3 (1,25mg/ml)  En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia  Antes de la parte laparoscópica 
Hachey et al.174  10  Agua estéril o albúmina sérica  2,5mg/ml  En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia  Al principio de la intervención 
Yuasa et al.175  20  n.e.  0,5ml  Dos punciones peritumoral en la submucosa  Después de la toracotomía 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua estéril  1,25mg/ml  En la submucosa en los 4 cuadrantes, 0,5cm3 peritumoral mediante endoscopia  12-24h antes de la intervención 
Cirugía de estómago - mapeo linfático
Ohdaira et al.176  n.e.  1ml (33μg/ml)  En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia  El día antes de la intervención 
Miyashiro et al.177  10  n.e.  0,25-1,25mg/0,5ml  4-8 punciones peritumoral durante endoscopia  Al principio de la intervención 
Lee et al.178  20  n.e.  1ml  En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia  Al principio de la intervención 
Shoji et al.179  20  n.e.  0,5ml  A los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia  Después de la sección del gran epiplón 
Tajima et al.180  3125  n.e.  0,5ml  - En la submucosa a los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia- Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral  - Desde 1 a 3 días antes de la intervención- Al principio de la intervención 
Kusano et al.181  22  n.e.  0,5ml  Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral  Al principio de la intervención 
Tummers et al.182  26  Nanocoloide y solución salina  1,6ml (0,05mg)  Punciones en la subserosa a los 4 cuadrantes peritumoral  Al principio de la intervención 
Liu et al.183  61  n.e.  0,3125mg/0,5mlpor cuadrante  En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia  El día antes de la intervención 
Chen et al.184  129  Agua estéril  0,3125mg/0,5mlpor cuadrante  En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia  20-30h antes de la intervención 
Baiocchi et al.185  13  n.e.  2,5mg/ml por la endoscopia (1-3ml)0,25mg/ml por la cirugía (1-3ml)  En la submucosa en los 4 cuadrantes peritumoral durante endoscopia o subserosa durante la cirugía  El día antes de la intervención o al principio de la intervención 
Morales-Conde et al. en práctica clínica habitual  Agua estéril  1,25mg/ml  En la submucosa en los 4 cuadrantes, 0,5cm3 peritumoral mediante endoscopia  12-24h antes de la intervención 
Cirugía de melanoma - mapeo linfático
Göppner et al.186  24  Agua estéril  0,25mg/ml  Punciones subcutáneas alrededor del tumor  Al principio de la intervención 

n.e.: no especificado.

b) Cirugía de mama

La fluorescencia con ICG ha demostrado una elevada sensibilidad en la detección del ganglio centinela en el cáncer de mama160–163. Existe un estudio en 100 pacientes con ganglio clínicamente negativo en las que se compararon distintas técnicas para la detección del ganglio centinela160. Se detectó con una sensibilidad del 100% con ICG, la combinación de ICG y azul de metileno presentó una sensibilidad del 95% y la combinación ICG con radioisótopo del 72,2%160. En este estudio, la dosis administrada justo antes de la cirugía fue de 2ml al 0,5% de ICG (1ml por vía intradérmica y 1ml por vía subcutánea), observándose su efecto a los 5-10min160. La terapia combinada incluyendo ICG podría ser un método factible y seguro para la identificación del ganglio centinela en estos pacientes162,163 (tabla 4).

Mapeo linfáticoa) Cirugía colorrectal

El ICG en la detección intraoperatoria de ganglios linfáticos en cáncer colorrectal puede utilizarse para realizar un mapeo linfático durante la linfadenectomía16,164–172 (tabla 4), siendo este aspecto especialmente importante si estos ganglios no están presentes en la zona de disección habitual, lo que cambiaría la estrategia quirúrgica con esta información159,168.

En cirugía de colon se realiza la inyección peritumoral de forma intraoperatoria por vía laparoscópica a nivel subseroso, no lográndose el objetivo en todos los casos, bien porque se derrama contenido o porque no da tiempo a que se difunda adecuadamente, siendo necesario establecer métodos más fiables para realizar la inyección16,166–172. Nuestro grupo, para favorecer el drenaje linfático una vez realiza la inyección del ICG (fig. 4), inicia la disección en el colon derecho por vía craneal, para preservar el drenaje linfático y dar tiempo a la difusión del ICG, observando su utilidad en la exéresis completa del mesocolon. Por su parte, en el ángulo esplénico el uso del ICG puede mostrar el drenaje del tumor hacia el territorio de la arteria mesentérica inferior o la arteria cólica media.

Figura 4.

Inyección intraoperatoria de ICG en tumor de ciego.

(0.06MB).

Así mismo, en cirugía del recto se puede inyectar justo antes de comenzar el procedimiento por medio de la utilización de un rectoscopio rígido o mediante rectoscopia flexible 12-24h antes de la cirugía, siendo preciso definir la mejor forma de realizarlo. En la cirugía de recto podría tener un valor añadido en la valoración de la necesidad de realizar una extirpación de las cadenas ganglionares laterales.

b) Cirugía de esófago

El cáncer de esófago se disemina de una forma multidireccional a través de linfáticos de la submucosa a las estaciones linfáticas regionales, siendo las metástasis linfáticas uno de los factores pronósticos más importantes11,173–175, y la linfadenectomía extensa necesaria para mejorar el pronóstico11,173–175. La fluorescencia con ICG está siendo estudiada para el mapeo linfático para la realización de una linfadenectomía guiada11,173–175. Los primeros estudios han mostrado un aumento del número de adenopatías cuando se realiza el ICG para el mapeo linfático11,173–175. Sin embargo, más estudios son necesarios antes de introducir este procedimiento en la práctica clínica diaria convencional, aunque parece ser de utilidad teniendo en cuenta las limitaciónes actuales11,173–175 (tabla 4).

c) Cirugía de estómago

La mayoría de trabajos hablan únicamente del mapeo linfático guiado por fluorescencia con ICG de forma descriptiva, ya que en realidad no se modifica la estrategia quirúrgica planificada inicialmente176–185. Sin embargo, todos los estudios concluyen que las imágenes de fluorescencia de ICG tienen una alta sensibilidad e imágenes guiadas para la identificación de ganglio centinela y del mapeo linfático176–185 (tabla 4).

Baiocchi et al. han mostrado que todas las adenopatías que fueron metastásicas captaban ICG, no existiendo adenopatías metastásicas sin captar ICG185. Además, este estudio mostró que en algunos pacientes fue necesario extender la linfadenectomía fuera del territorio estándar debido a la existencia de ganglios que captaban ICG, observando en un caso que existía una adenopatía positiva185.

Lógicamente estos hallazgos deben confirmarse con nuevos estudios y en casos de neoadyuvancia o tumores avanzados.

d) Cirugía de melanoma

La dosis de ICG habitualmente utilizada para el mapeo linfático en caso de melanoma es de 2ml, a una concentración de 0,25mg/ml186. Pocos minutos después de la inyección, se incrementa la dosis hasta reinyectar un máximo de 2ml, con una dosis total máxima inyectada de 3,5mg de ICG (o 5ml) por paciente186. Con la administración antes de la cirugía de 2ml de ICG (2,5mg/ml), se ha conseguido una tasa de detección de ganglios del 80% con ICG186 (tabla 4).

Conclusiones

La fluorescencia con ICG es una tecnología muy útil en cirugía general. Existen suficientes evidencias que ponen de relieve que el empleo de ICG es un recurso seguro, sencillo y fácil de manejar, que resulta muy útil en el reconocimiento de estructuras anatómicas, vascularización de tejidos, tumores y ganglios linfáticos. Las dosis de uso y el modo de empleo es variable de unos grupos a otros, existiendo aún poco consenso en este sentido, fundamentalmente basado en si se deben usar dosis fijas o si debe adaptarse al peso del paciente, lo que conlleva la adecuación de las dosis sin realmente influir en los resultados. Así mismo, la dilución con albúmina parece indicada solamente para los casos de su uso para el ganglio centinela, mientras que lo convencional es diluirlo con agua destilada.

Lógicamente se necesitan más estudios prospectivos y aleatorizados con numerosas muestras de pacientes para sacar conclusiones definitivas sobre el uso y modo de empleo de la fluorescencia en cirugía general, aunque la evidencia reunida hasta ahora es muy alentadora.

Contribuciones de los autores

Salvador Morales-Conde: diseños de estudio, adquisición de datos, análisis e interpretación de resultados, preparación del manuscrito, revisión crítica y aprobación de la versión final del manuscrito.

Eugenio Licardie: diseños de estudio, adquisición de datos, análisis e interpretación de resultados, preparación del manuscrito, revisión crítica y aprobación de la versión final del manuscrito.

Isaias Alarcón: diseños de estudio, adquisición de datos, análisis e interpretación de resultados, preparación del manuscrito, revisión crítica y aprobación de la versión final del manuscrito.

Andrea Balla: diseños de estudio, adquisición de datos, análisis e interpretación de resultados, preparación del manuscrito, revisión crítica y aprobación de la versión final del manuscrito.

Conflicto de intereses

Salvador Morales-Conde, Eugenio Licardie, Isaias Alarcón y Andrea Balla no tienen conflictos de intereses o vínculos financieros que revelar.

Bibliografía
[1]
S. Luo, E. Zhang, Y. Su, T. Cheng, C. Shi.
A review of NIR dyes in cancer targeting and imaging.
Biomaterials., 32 (2011), pp. 7127-7138
[2]
A. Raabe, P. Nakaji, J. Beck, L.J. Kim, F.P. Hsu, J.D. Kamerman, et al.
Prospective evaluation of surgical microscope–integrated intraoperative near-infrared indocyanine green videoangiography during aneurysm surgery.
J Neurosurg, 103 (2005), pp. 982-989
[3]
L. Boni, G. David, G. Dionigi, S. Rausei, E. Cassinotti, A. Fingerhut.
Indocyanine green-enhanced fluorescence to assess bowel perfusion during laparoscopic colorectal resection.
Surg Endosc, 30 (2016), pp. 2736-2742
[4]
Vademecum Internacional [consultado Nov 2028]. Disponible en https://www.vademecum.es/principios-activos-verde+de+indocianina-v04cx+m7
[5]
S. Sharma, R. Huang, S. Hui, M.C. Smith, P.J. Chung, A. Schwartzman, et al.
The utilization of fluorescent cholangiography during robotic cholecystectomy at an inner-city academic medical center.
J Robot Surg., 12 (2018), pp. 481-485
[6]
Y. Ushimaru, T. Omori, Y. Fujiwara, Y. Yanagimoto, K. Sugimura, K. Yamamoto, et al.
The feasibility and safety of preoperative fluorescence marking with indocyanine green (ICG) in laparoscopic gastrectomy for gastric cancer.
J Gastrointest Surg., 23 (2019), pp. 468-476
[7]
E. Kose, B. Kahramangil, H. Aydin, M. Donmez, H. Takahashi, L.A. Acevedo-Moreno, et al.
A comparison of indocyanine green fluorescence and laparoscopic ultrasound for detection of liver tumors.
HPB (Oxford)., 22 (2020), pp. 764-769
[8]
J. Vidal Fortuny, S.M. Sadowski, V. Belfontali, S. Guigard, A. Poncet, F. Ris, et al.
Randomized clinical trial of intraoperative parathyroid gland angiography with indocyanine green fluorescence predicting parathyroid function after thyroid surgery.
Br J Surg., 105 (2018), pp. 350-357
[9]
M.H. Van der Pas, G.A. van Dongen, F. Cailler, A. Pèlegrin, W.J. Meijerink.
Sentinel node procedure of the sigmoid using indocyanine green: feasibility study in a goat model.
Surg Endosc., 24 (2010), pp. 2182-2187
[10]
M. Ankersmit, H.J. Bonjer, G. Hannink, L.J. Schoonmade, M.H.G.M. van der Pas, W.J.H.J. Meijerink.
Near-infrared fluorescence imaging for sentinel lymph node identification in colon cancer: a prospective single-center study and systematic review with meta-analysis.
Tech Coloproctol., 23 (2019), pp. 1113-1126
[11]
F. Schlottmann, A. Barbetta, B. Mungo, A.O. Lidor, D. Molena.
Identification of the lymphatic drainage pattern of esophageal cancer with near-infrared fluorescent imaging.
J Laparoendosc Adv Surg Tech A., 27 (2017), pp. 268-271
[12]
T.H. Kim, S.H. Kong, J.H. Park, Y.G. Son, Y.J. Huh, Y.S. Suh, et al.
Assessment of the completeness of lymph node dissection using near-infrared imaging with indocyanine green in laparoscopic gastrectomy for gastric cancer.
J Gastric Cancer., 18 (2018), pp. 161-171
[13]
L. Boni, G. David, A. Mangano, G. Dionigi, S. Rausei, S. Spampatti, et al.
Clinical applications of indocyanine green (ICG) enhanced fluorescence in laparoscopic surgery.
Surg Endosc., 29 (2015), pp. 2046-2055
[14]
V. Agnus, A. Pesce, L. Boni, J. van Den Bos, S. Morales-Conde, A.M. Paganini, et al.
Fluorescence-based cholangiography: preliminary results from the IHU-IRCAD-EAES EURO-FIGS registry.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 3888-3896
[15]
N. Takahashi, H. Nimura, T. Fujita, S. Yamashita, N. Mitsumori, K. Yanaga.
Quantitative assessment of visual estimation of the infrared indocyanine green imaging of lymph nodes retrieved at sentinel node navigation surgery for gastric cancer.
[16]
S.C. Zhou, Y.T. Tian, X.W. Wang, C.D. Zhao, S. Ma, J. Jiang, et al.
Application of indocyanine green-enhanced near-infrared fluorescence-guided imaging in laparoscopic lateral pelvic lymph node dissection for middle-low rectal cancer.
World J Gastroenterol., 25 (2019), pp. 4502-4511
[17]
C. Graves, S. Ely, O. Idowu, C. Newton, S. Kim.
Direct gallbladder indocyanine green injection fluorescence cholangiography during laparoscopic cholecystectomy.
J Laparoendosc Adv Surg Tech A., 27 (2017), pp. 1069-1073
[18]
S. Siddighi, J.J. Yune, J. Hardesty.
Indocyanine green for intraoperative localization of ureter.
Am J Obstet Gynecol., 211 (2014), pp. 436
[19]
A.V. DSouza, H. Lin, E.R. Henderson, K.S. Samkoe, B.W. Pogue.
Review of fluorescence guided surgery systems: identification of key performance capabilities beyond indocyanine green imaging.
[20]
S. Kudszus, C. Roesel, A. Schachtrupp, J.J. Höer.
Intraoperative laser fluorescence angiography in colorectal surgery: a noninvasive analysis to reduce the rate of anastomotic leakage.
Langenbecks Arch Surg., 395 (2010), pp. 1025-1030
[21]
C. Esposito, D. Alberti, A. Settimi, S. Pecorelli, G. Boroni, B. Montanaro, et al.
Indocyanine green (ICG) fluorescent cholangiography during laparoscopic cholecystectomy using RUBINATM technology: preliminary experience in two pediatric surgery centers.
Surg Endosc., 35 (2021), pp. 6366-6373
[22]
H. Nishino, H.M. Hollandsworth, S. Amirfakhri, Y. Tashiro, J. Yamamoto, M.A. Turner, et al.
A novel color-coded liver metastasis mouse model to distinguish tumor and adjacent liver segment.
J Surg Res., 264 (2021), pp. 327-333
[23]
K. Gosvig, S.S. Jensen, N. Qvist, N. Nerup, V. Agnus, M. Diana, et al.
Quantification of ICG fluorescence for the evaluation of intestinal perfusion: comparison between two software-based algorithms for quantification.
Surg Endosc., 35 (2021), pp. 5043-5050
[24]
C.D. Lütken, M.P. Achiam, M.B. Svendsen, L. Boni, N. Nerup.
Optimizing quantitative fluorescence angiography for visceral perfusion assessment.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 5223-5233
[25]
C.D. Lütken, M.P. Achiam, J. Osterkamp, M.B. Svendsen, N. Nerup.
Quantification of fluorescence angiography: Toward a reliable intraoperative assessment of tissue perfusion - A narrative review.
Langenbecks Arch Surg., 406 (2021), pp. 251-259
[26]
M.D. Slooter, W.J. Eshuis, M.A. Cuesta, S.S. Gisbertz, M.I. van Berge Henegouwen.
Fluorescent imaging using indocyanine green during esophagectomy to prevent surgical morbidity: a systematic review and meta-analysis.
J Thorac Dis., 11 (2019), pp. S755-S765
[27]
J.T. Alander, I. Kaartinen, A. Laakso, T. Pätilä, T. Spillmann, V.V. Tuchin, et al.
A review of indocyanine green fluorescent imaging in surgery.
Int J Biomed Imaging., 2012 (2012),
[28]
N. Nerup, H.S. Andersen, R. Ambrus, R.B. Strandby, M.B.S. Svendsen, M.H. Madsen, et al.
Quantification of fluorescence angiography in a porcine model.
Langenbecks Arch Surg., 402 (2017), pp. 655-662
[29]
T. Desmettre, J.M. Devoisselle, S. Mordon.
Fluorescence properties and metabolic features of indocyanine green (ICG) as related to angiography.
Surv Ophthalmol., 45 (2000), pp. 15-27
[30]
K. Li, Z. Zhang, F. Nicoli, C. D’Ambrosia, W. Xi, D. Lazzeri, et al.
Application of indocyanine green in flap surgery: a systematic review.
J Reconstr Microsurg., 34 (2018), pp. 77-86
[31]
C.P. Herbort Jr., I. Tugal-Tutkun, P. Neri, C. Pavésio, S. Onal, P. LeHoang.
Failure to integrate quantitative measurement methods of ocular inflammation hampers clinical practice and trials on new therapies for posterior uveitis.
J Ocul Pharmacol Ther., 33 (2017), pp. 263-277
[32]
L. Van Manen, H.J.M. Handgraaf, M. Diana, J. Dijkstra, T. Ishizawa, A.L. Vahrmeijer, et al.
A practical guide for the use of indocyanine green and methylene blue in fluorescence-guided abdominal surgery.
J Surg Oncol., 118 (2018), pp. 283-300
[33]
F. Dip, M. Roy, E. Lo Menzo, C. Simpfendorfer, S. Szomstein, R.J. Rosenthal.
Routine use of fluorescent incisionless cholangiography as a new imaging modality during laparoscopic cholecystectomy.
Surg Endosc., 29 (2015), pp. 1621-1626
[34]
R.M. Schols, N.D. Bouvy, R.M. van Dam, A.A. Masclee, C.H. Dejong, L.P. Stassen.
Combined vascular and biliary fluorescence imaging in laparoscopic cholecystectomy.
Surg Endosc., 27 (2013), pp. 4511-4517
[35]
R.M. Schols, N.D. Bouvy, A.A. Masclee, R.M. van Dam, C.H. Dejong, L.P. Stassen.
Fluorescence cholangiography during laparoscopic cholecystectomy: a feasibility study on early biliary tract delineation.
Surg Endosc., 27 (2013), pp. 1530-1536
[36]
N.C. Buchs, F. Pugin, D.E. Azagury, M. Jung, F. Volonte, M.E. Hagen, et al.
Real-time near-infrared fluorescent cholangiography could shorten operative time during robotic single-site cholecystectomy.
Surg Endosc., 27 (2013), pp. 3897-3901
[37]
S. Quaresima, A. Balla, L. Palmieri, A. Seitaj, A. Fingerhut, P. Ursi, et al.
Routine near infra-red indocyanine green fluorescent cholangiography versus intraoperative cholangiography during laparoscopic cholecystectomy: a case-matched comparison.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 1959-1967
[38]
S.L. Vlek, D.A. van Dam, S.M. Rubinstein, E.S.M. de Lange-de Klerk, L.J. Schoonmade, J.B. Tuynman, et al.
Biliary tract visualization using near-infrared imaging with indocyanine green during laparoscopic cholecystectomy: results of a systematic review.
Surg Endosc., 31 (2017), pp. 2731-2742
[39]
L.L. Lehrskov, M. Westen, S.S. Larsen, A.B. Jensen, B.B. Kristensen, T. Bisgaard.
Fluorescence or X-ray cholangiography in elective laparoscopic cholecystectomy: a randomized clinical trial.
Br J Surg., 107 (2020), pp. 655-661
[40]
K. Hiwatashi, H. Okumura, T. Setoyama, K. Ando, Y. Ogura, K. Aridome, et al.
Evaluation of laparoscopic cholecystectomy using indocyanine green cholangiography including cholecystitis: A retrospective study.
Medicine (Baltimore)., 97 (2018), pp. e11654
[41]
D. Daskalaki, E. Fernandes, X. Wang, F.M. Bianco, E.F. Elli, S. Ayloo, et al.
Indocyanine green (ICG) fluorescent cholangiography during robotic cholecystectomy: results of 184 consecutive cases in a single institution.
Surg Innov., 21 (2014), pp. 615-621
[42]
F. Dip, E. LoMenzo, L. Sarotto, E. Phillips, H. Todeschini, M. Nahmod, et al.
Randomized trial of near-infrared incisionless fluorescent cholangiography.
Ann Surg., 270 (2019), pp. 992-999
[43]
R.C. Broderick, A.M. Lee, J.N. Cheverie, B. Zhao, R.R. Blitzer, R.J. Patel, et al.
Fluorescent cholangiography significantly improves patient outcomes for laparoscopic cholecystectomy.
Surg Endosc., 35 (2021), pp. 5729-5739
[44]
M.S. Bleszynski, K.M. DeGirolamo, A.T. Meneghetti, C.J. Chiu, O.N. Panton.
Fluorescent cholangiography in laparoscopic cholecystectomy: An updated Canadian experience.
Surg Innov., 27 (2020), pp. 38-43
[45]
F.W. van de Graaf, I. Zaïmi, L.P.S. Stassen, J.F. Lange.
Safe laparoscopic cholecystectomy: A systematic review of bile duct injury prevention.
Int J Surg., 60 (2018), pp. 164-172
[46]
Y.Y. Liu, C.H. Liao, M. Diana, S.Y. Wang, S.H. Kong, C.N. Yeh, et al.
Near-infrared cholecystocholangiography with direct intragallbladder indocyanine green injection: preliminary clinical results.
Surg Endosc., 32 (2018), pp. 1506-1514
[47]
C. Gené Škrabec, F. Pardo Aranda, F. Espín, M. Cremades, J. Navinés, A. Zárate, et al.
Fluorescent cholangiography with direct injection of indocyanine green (ICG) into the gallbladder: a safety method to outline biliary anatomy.
Langenbecks Arch Surg., 405 (2020), pp. 827-832
[48]
N.C. Palaniappa, D.A. Telem, N.E. Ranasinghe, C.M. Divino.
Incidence of iatrogenic ureteral injury after laparoscopic colectomy.
Arch Surg., 147 (2012), pp. 267-271
[49]
G. da Silva, M. Boutros, S.D. Wexner.
Role of prophylactic ureteric stents in colorectal surgery.
Asian J Endosc Surg., 5 (2012), pp. 105-110
[50]
P. Mandovra, V. Kalikar, R.V. Patankar.
Real-time visualization of ureters using indocyanine green during laparoscopic surgeries: can we make surgery safer?.
Surg Innov., 26 (2019), pp. 464-468
[51]
S. Ryu, K. Ishida, A. Okamoto, K. Nakashima, K. Hara, R. Ito, et al.
Laparoscopic fluorescence navigation for left-sided colon and rectal cancer: Blood flow evaluation, vessel and ureteral navigation, clip marking and trans-anal tube insertion.
Surg Oncol., 35 (2020), pp. 434-440
[52]
L.A. White, J.P. Joseph, D.Y. Yang, S.R. Kelley, K.L. Mathis, K. Behm, et al.
Intraureteral indocyanine green augments ureteral identification and avoidance during complex robotic-assisted colorectal surgery.
Colorectal Dis., 23 (2021), pp. 718-723
[53]
S. Morales-Conde, E. Licardie, I. Alarcón, A. Balla.
Indocyanine-green-guided, ureteric preserving, laparoscopic Hartmann's procedure for obstructing colonic adenocarcinoma with endometriosis - a video vignette.
Colorectal Dis., 22 (2020), pp. 1764-1765
[54]
E. Spartalis, G. Ntokos, K. Georgiou, G. Zografos, G. Tsourouflis, D. Dimitroulis, et al.
Intraoperative indocyanine green (ICG) angiography for the identification of the parathyroid glands: current evidence and future perspectives.
In Vivo., 34 (2020), pp. 23-32
[55]
J. van den Bos, L. van Kooten, S.M.E. Engelen, T. Lubbers, L.P.S. Stassen, N.D. Bouvy.
Feasibility of indocyanine green fluorescence imaging for intraoperative identification of parathyroid glands during thyroid surgery.
Head Neck., 41 (2019), pp. 340-348
[56]
A.C. Razavi, K. Ibraheem, A. Haddad, L. Saparova, H. Shalaby, M. Abdelgawad, et al.
Efficacy of indocyanine green fluorescence in predicting parathyroid vascularization during thyroid surgery.
Head Neck., 41 (2019), pp. 3276-3281
[57]
A.V. Rudin, T.J. McKenzie, G.B. Thompson, D.R. Farley, M.L. Lyden.
Evaluation of parathyroid glands with indocyanine green fluorescence angiography after thyroidectomy.
World J Surg., 43 (2019), pp. 1538-1543
[58]
H.W. Wolf, B. Grumbeck, N. Runkel.
Intraoperative verification of parathyroid glands in primary and secondary hyperparathyroidism using near-infrared autofluorescence (IOPA).
Updates Surg., 71 (2019), pp. 579-585
[59]
E. Kose, A.V. Rudin, B. Kahramangil, E. Moore, H. Aydin, M. Donmez, et al.
Autofluorescence imaging of parathyroid glands: Anassessment of potential indications.
Surgery., 167 (2020), pp. 173-179
[60]
R. Ladurner, S. Sommerey, N.A. Arabi, K.K.J. Hallfeldt, H. Stepp, J.K.S. Gallwas.
Intraoperative near-infrared autofluorescence imaging of parathyroid glands.
Surg Endosc., 31 (2017), pp. 3140-3145
[61]
T.S. Papavramidis, P. Anagnostis, A. Chorti, I. Pliakos, S. Panidis, D. Koutsoumparis, et al.
Do near-infrared intra-operative findings obtained using indocyanine green correlate with post-thyroidectomy parathyroid function? the Icgpredict Study.
Endocr Pract., 26 (2020), pp. 967-973
[62]
P.F. Alesina, B. Meier, J. Hinrichs, W. Mohmand, M.K. Walz.
Enhanced visualization of parathyroid glands during video-assisted neck surgery.
Langenbecks Arch Surg., 403 (2018), pp. 395-401
[63]
M. Lerchenberger, N. Al Arabi, J.K.S. Gallwas, H. Stepp, K.K.J. Hallfeldt, R. Ladurner.
Intraoperative near-infrared autofluorescence and indocyanine green imaging to identify parathyroid glands: a comparison.
Int J Endocrinol., 2019 (2019), pp. 4687951
[64]
M. Vecchiato, A. Martino, M. Sponza, A. Uzzau, A. Ziccarelli, F. Marchesi, et al.
Thoracic duct identification with indocyanine green fluorescence during minimally invasive esophagectomy with patient in prone position.
Dis Esophagus., 33 (2020),
[65]
J. Chakedis, L.A. Shirley, A.M. Terando, R. Skoracki, J.E. Phay.
Identification of the thoracic duct using indocyanine green during cervical lymphadenectomy.
Ann Surg Oncol., 25 (2018), pp. 3711-3717
[66]
A. Spota, M. Al-Taher, E. Felli, S. Morales Conde, I. Dal Dosso, G. Moretto, et al.
Fluorescence-based bowel anastomosis perfusion evaluation: results from the IHU-IRCAD-EAES EURO-FIGS registry.
Surg Endosc., 35 (2021), pp. 7142-7153
[67]
S. Morales-Conde, A. Balla, I. Alarcón, E. Licardie.
Management of postoperative complications after laparoscopic left hemicolectomy: an approach in modern times after incorporation of indocyanine green and full mobilization of the splenic flexure.
Minerva Surg., 76 (2021), pp. 303-309
[68]
S. Morales-Conde, I. Alarcón, T. Yang, E. Licardie, A. Balla.
A decalogue to avoid routine ileostomy in selected patients with border line risk to develop anastomotic leakage after minimally invasive low-anterior resection: a pilot study.
Surg Innov., 27 (2020), pp. 44-53
[69]
A. Balla, V. Sosa, E. Licardie, I. Alarcón, S. Morales-Conde.
Laparoscopic left hemicolectomy with indocyanine green fluorescence angiography for diverticular disease in a patient with intestinal malrotation - a video vignette.
Colorectal Dis., 21 (2019), pp. 978-979
[70]
F. Ris, R. Hompes, C. Cunningham, I. Lindsey, R. Guy, O. Jones, et al.
Near-infrared (NIR) perfusion angiography in minimally invasive colorectal surgery.
Surg Endosc., 28 (2014), pp. 2221-2226
[71]
J. Gröne, D. Koch, M.E. Kreis.
Impact of intraoperative microperfusion assessment with Pinpoint Perfusion Imaging on surgical management of laparoscopic low rectal and anorectal anastomoses.
Colorectal Dis., 17 (2015), pp. 22-28
[72]
M.D. Jafari, S.D. Wexner, J.E. Martz, E.C. McLemore, D.A. Margolin, D.A. Sherwinter, et al.
Perfusion assessment in laparoscopic left-sided/anterior resection (PILLAR II): a multi-institutional study.
J Am Coll Surg., 220 (2015), pp. 82-92
[73]
C. Kin, H. Vo, L. Welton, M. Welton.
Equivocal effect of intraoperative fluorescence angiography on colorectal anastomotic leaks.
Dis Colon Rectum., 58 (2015), pp. 582-587
[74]
P. De Nardi, U. Elmore, G. Maggi, R. Maggiore, L. Boni, E. Cassinotti, et al.
Intraoperative angiography with indocyanine green to assess anastomosis perfusion in patients undergoing laparoscopic colorectal resection: results of a multicenter randomized controlled trial.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 53-60
[75]
K. Kawada, S. Hasegawa, T. Wada, R. Takahashi, S. Hisamori, K. Hida, et al.
Evaluation of intestinal perfusion by ICG fluorescence imaging in laparoscopic colorectal surgery with DST anastomosis.
Surg Endosc., 31 (2017), pp. 1061-1069
[76]
J.C. Kim, J.L. Lee, Y.S. Yoon, A.M. Alotaibi, J. Kim.
Utility of indocyanine-green fluorescent imaging during robot-assisted sphincter-saving surgery on rectal cancer patients.
Int J Med Robot., 12 (2016), pp. 710-717
[77]
H. Hasegawa, Y. Tsukada, M. Wakabayashi, S. Nomura, T. Sasaki, Y. Nishizawa, et al.
Impact of intraoperative indocyanine green fluorescence angiography on anastomotic leakage after laparoscopic sphincter-sparing surgery for malignant rectal tumors.
Int J Colorectal Dis., 35 (2020), pp. 471-480
[78]
M. Ishii, A. Hamabe, K. Okita, T. Nishidate, K. Okuya, A. Usui, et al.
Efficacy of indocyanine green fluorescence angiography in preventing anastomotic leakage after laparoscopic colorectal cancer surgery.
Int J Colorectal Dis., 35 (2020), pp. 269-275
[79]
J. Watanabe, A. Ishibe, Y. Suwa, H. Suwa, M. Ota, C. Kunisaki, et al.
Indocyanine green fluorescence imaging to reduce the risk of anastomotic leakage in laparoscopic low anterior resection for rectal cancer: a propensity score-matched cohort study.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 202-208
[80]
S. Morales-Conde, I. Alarcón, T. Yang, E. Licardie, V. Camacho, F. Aguilar Del Castillo, et al.
Fluorescence angiography with indocyanine green (ICG) to evaluate anastomosis in colorectal surgery: where does it have more value?.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 3897-3907
[81]
T. Wada, K. Kawada, R. Takahashi, M. Yoshitomi, K. Hida, S. Hasegawa, et al.
ICG fluorescence imaging for quantitative evaluation of colonic perfusion in laparoscopic colorectal surgery.
Surg Endosc., 31 (2017), pp. 4184-4193
[82]
Y.K. Chang, C.C. Foo, J. Yip, R. Wei, K.K. Ng, O. Lo, et al.
The impact of indocyanine-green fluorescence angiogram on colorectal resection.
Surgeon., 17 (2019), pp. 270-276
[83]
Y.P. Tsang, L.A. Leung, C.W. Lau, C.N. Tang.
Indocyanine green fluorescence angiography to evaluate anastomotic perfusion in colorectal surgery.
Int J Colorectal Dis., 35 (2020), pp. 1133-1139
[84]
H.G. Impellizzeri, A. Pulvirenti, M. Inama, M. Bacchion, E. Marrano, M. Creciun, et al.
Near-infrared fluorescence angiography for colorectal surgery is associated with a reduction of anastomotic leak rate.
Updates Surg., 72 (2020), pp. 991-998
[85]
M. Alekseev, E. Rybakov, Y. Shelygin, S. Chernyshov, I. Zarodnyuk.
A study investigating the perfusion of colorectal anastomoses using fluorescence angiography: results of the FLAG randomized trial.
Colorectal Dis., 22 (2020), pp. 1147-1153
[86]
H. Kitagawa, T. Namikawa, J. Iwabu, K. Fujisawa, S. Uemura, S. Tsuda, et al.
Assessment of the blood supply using the indocyanine green fluorescence method and postoperative endoscopic evaluation of anastomosis of the gastric tube during esophagectomy.
Surg Endosc., 32 (2018), pp. 1749-1754
[87]
I.S. Sarkaria, M.S. Bains, D.J. Finley, P.S. Adusumilli, J. Huang, V.W. Rusch, et al.
Intraoperative near-infrared fluorescence imaging as an adjunct to robotic-assisted minimally invasive esophagectomy.
Innovations (Phila)., 9 (2014), pp. 391-393
[88]
I. Karampinis, U. Ronellenfitsch, C. Mertens, A. Gerken, S. Hetjens, S. Post, et al.
Indocyanine green tissue angiography affects anastomotic leakage after esophagectomy. A retrospective, case-control study.
Int J Surg., 48 (2017), pp. 210-214
[89]
Y. Kumagai, S. Hatano, J. Sobajima, T. Ishiguro, M. Fukuchi, K.I. Ishibashi, et al.
Indocyanine green fluorescence angiography of the reconstructed gastric tube during esophagectomy: efficacy of the 90-second rule.
Dis Esophagus., 31 (2018),
[90]
Y. Rino, N. Yukawa, T. Sato, N. Yamamoto, H. Tamagawa, S. Hasegawa, et al.
Visualization of blood supply route to the reconstructed stomach by indocyanine green fluorescence imaging during esophagectomy.
BMC Med Imaging., 14 (2014), pp. 18
[91]
T. Yukaya, H. Saeki, Y. Kasagi, Y. Nakashima, K. Ando, Y. Imamura, et al.
Indocyanine green fluorescence angiography for quantitative evaluation of gastric tube perfusion in patients undergoing esophagectomy.
J Am Coll Surg., 221 (2015), pp. e37-e42
[92]
J. Zehetner, S.R. DeMeester, E.T. Alicuben, D.S. Oh, J.C. Lipham, J.A. Hagen, et al.
Intraoperative assessment of perfusion of the gastric graft and correlation with anastomotic leaks after esophagectomy.
Ann Surg., 262 (2015), pp. 74-78
[93]
Y. Shimada, T. Okumura, T. Nagata, S. Sawada, K. Matsui, R. Hori, et al.
Usefulness of blood supply visualization by indocyanine green fluorescence for reconstruction during esophagectomy.
Esophagus., 8 (2011), pp. 259-266
[94]
K. Koyanagi, S. Ozawa, J. Oguma, A. Kazuno, Y. Yamazaki, Y. Ninomiya, et al.
Blood flow speed of the gastric conduit assessed by indocyanine green fluorescence: New predictive evaluation of anastomotic leakage after esophagectomy.
Medicine (Baltimore)., 95 (2016), pp. e4386
[95]
K. Noma, Y. Shirakawa, N. Kanaya, T. Okada, N. Maeda, T. Ninomiya, et al.
Visualized evaluation of blood flow to the gastric conduit and complications in esophageal reconstruction.
J Am Coll Surg., 226 (2018), pp. 241-251
[96]
R.J. Luo, Z.Y. Zhu, Z.F. He, Y. Xu, Y.Z. Wang, P. Chen.
Efficacy of indocyanine green fluorescence angiography in preventing anastomotic leakage after mckeown minimally invasive esophagectomy.
[97]
F. Ladak, J.T. Dang, N. Switzer, V. Mocanu, C. Tian, D. Birch, et al.
Indocyanine green for the prevention of anastomotic leaks following esophagectomy: a meta-analysis.
Surg Endosc., 33 (2019), pp. 384-394
[98]
Y.J. Huh, H.J. Lee, T.H. Kim, Y.S. Choi, J.H. Park, Y.G. Son, et al.
Efficacy of assessing intraoperative bowel perfusion with near-infrared camera in laparoscopic gastric cancer surgery.
J Laparoendosc Adv Surg Tech A., 29 (2019), pp. 476-483
[99]
M. Kim, S.Y. Son, L.H. Cui, H.J. Shin, H. Hur, S.U. Han.
Real-time vessel navigation using indocyanine green fluorescence during robotic or laparoscopic gastrectomy for gastric cancer.
J Gastric Cancer., 17 (2017), pp. 145-153
[100]
C.B. Ortega, A.D. Guerron, J.S. Yoo.
The use of fluorescence angiography during laparoscopic sleeve gastrectomy.
[101]
M. Di Furia, L. Romano, A. Salvatorelli, D. Brandolin, D. Lomanto, G. Cianca, et al.
Indocyanine green fluorescent angiography during laparoscopic sleeve gastrectomy: preliminary results.
Obes Surg., 29 (2019), pp. 3786-3790
[102]
R. Gianchandani Moorjani, A. Díaz García, A. Rosat Rodrigo, M. Barrera Gómez.
Use of ICG to evaluate the viability of intestine during laparoscopic transabdominal hernioplasty in emergency surgery of incarcerated hernia.
Cir Esp., 99 (2021), pp. 313-314
[103]
D. Daskalopoulou, J. Kankam, J. Plambeck, P.C. Ambe, K. Zarras.
Intraoperative real-time fluorescence angiography with indocyanine green for evaluation of intestinal viability during surgery for an incarcerated obturator hernia: a case report.
Patient Saf Surg., 12 (2018), pp. 24
[104]
S. Ryu, M. Yoshida, H. Ohdaira, N. Tsutsui, N. Suzuki, E. Ito, et al.
A case of incarcerated femoral hernia with intestinal blood flow assessment by brightfield full-color near-infrared fluorescence camera: Report of a case.
Int J Surg Case Rep., 29 (2016), pp. 234-236
[105]
S. Ryu, M. Yoshida, H. Ohdaira, N. Tsutsui, N. Suzuki, E. Ito, et al.
Blood flow evaluation using PINPOINT® in a case of incarcerated inguinal hernia: A case report.
Asian J Endosc Surg., 10 (2017), pp. 75-78
[106]
S. Ryu, M. Yoshida, H. Ohdaira, N. Tsutsui, N. Suzuki, E. Ito, et al.
Intestinal blood flow assessment by indocyanine green fluorescence imaging in a patient with the incarcerated umbilical hernia: Report of a case.
Ann Med Surg (Lond)., 8 (2016), pp. 40-42
[107]
I. Karampinis, M. Keese, J. Jakob, V. Stasiunaitis, A. Gerken, U. Attenberger, et al.
Indocyanine green tissue angiography can reduce extended bowel resections in acute mesenteric ischemia.
J Gastrointest Surg., 22 (2018), pp. 2117-2124
[108]
K. Аlexander, M. Ismail, M. Alexander, T. Ivan, V. Olga, S. Dmitry, et al.
Use of ICG imaging to confirm bowel viability after upper mesenteric stenting in patient with acute mesenteric ischemia: Case report.
Int J Surg Case Rep., 61 (2019), pp. 322-326
[109]
B. Seeliger, V. Agnus, P. Mascagni, M. Barberio, F. Longo, A. Lapergola, et al.
Simultaneous computer-assisted assessment of mucosal and serosal perfusion in a model of segmental colonic ischemia.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 4818-4827
[110]
J. Cho, A. May, H. Ryan, S. Tsuda.
Intraoperative use of fluorescent imaging with indocyanine green changes management of abdominal wall flaps during open ventral hernia repair.
Surg Endosc., 29 (2015), pp. 1709-1713
[111]
J.M. Shao, Y. Alimi, D. Conroy, P. Bhanot.
Outcomes using indocyanine green angiography with perforator-sparing component separation technique for abdominal wall reconstruction.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 2227-2236
[112]
P.D. Colavita, B.A. Wormer, I. Belyansky, A. Lincourt, S.B. Getz, B.T. Heniford, et al.
Intraoperative indocyanine green fluorescence angiography to predict wound complications in complex ventral hernia repair.
Hernia., 20 (2016), pp. 139-149
[113]
B.A. Wormer, C.R. Huntington, S.W. Ross, P.D. Colavita, A.E. Lincourt, T. Prasad, et al.
A prospective randomized double-blinded controlled trial evaluating indocyanine green fluorescence angiography on reducing wound complications in complex abdominal wall reconstruction.
J Surg Res., 202 (2016), pp. 461-472
[114]
P. Burnier, J. Niddam, R. Bosc, B. Hersant, J.P. Meningaud.
Indocyanine green applications in plastic surgery: A review of the literature.
J Plast Reconstr Aesthet Surg., 70 (2017), pp. 814-827
[115]
A.S. Hembd, J. Yan, H. Zhu, N.T. Haddock, S.S. Teotia.
Intraoperative Assessment of DIEP Flap Breast Reconstruction Using Indocyanine Green Angiography: Reduction of Fat Necrosis, Resection Volumes, and Postoperative Surveillance.
Plast Reconstr Surg., 146 (2020), pp. 1e-10e
[116]
T. Alstrup, B.O. Christensen, T.E. Damsgaard.
ICG angiography in immediate and delayed autologous breast reconstructions: peroperative evaluation and postoperative outcomes.
J Plast Surg Hand Surg., 52 (2018), pp. 307-311
[117]
P. Chirappapha, T. Chansoon, S. Bureewong, S. Phosuwan, P. Lertsithichai, T. Sukarayothin, et al.
Is it reasonable to use indocyanine green fluorescence imaging to determine the border of pedicled TRAM Flap Zone IV?.
Plast Reconstr Surg Glob Open., 8 (2020), pp. e3093
[118]
A.M. Anker, L. Prantl, C. Strauss, V. Brébant, M. Baringer, M. Ruewe, et al.
Clinical impact of DIEP flap perforator characteristics - a prospective indocyanine green fluorescence imaging study.
J Plast Reconstr Aesthet Surg., 73 (2020), pp. 1526-1533
[119]
E. Felli, T. Ishizawa, Z. Cherkaoui, M. Diana, S. Tripon, T.F. Baumert, et al.
Laparoscopic anatomical liver resection for malignancies using positive or negative staining technique with intraoperative indocyanine green-fluorescence imaging.
[120]
Y. Kobayashi, Y. Kawaguchi, K. Kobayashi, K. Mori, J. Arita, Y. Sakamoto, et al.
Portal vein territory identification using indocyanine green fluorescence imaging: Technical details and short-term outcomes.
J Surg Oncol., 116 (2017), pp. 921-931
[121]
M.V. Marino, S. Di Saverio, M. Podda, M. Gomez Ruiz, M. Gomez Fleitas.
The application of indocyanine green fluorescence imaging during robotic liver resection: a case-matched study.
World J Surg., 43 (2019), pp. 2595-2606
[122]
T. Urade, H. Sawa, Y. Iwatani, T. Abe, R. Fujinaka, K. Murata, et al.
Laparoscopic anatomical liver resection using indocyanine green fluorescence imaging.
Asian J Surg., 43 (2020), pp. 362-368
[123]
H. Nishino, S. Seo, E. Hatano, T. Nitta, K. Morino, R. Toda, et al.
What is a precise anatomic resection of the liver? Proposal of a new evaluation method in the era of fluorescence navigation surgery.
J Hepatobiliary Pancreat Sci., 28 (2021), pp. 479-488
[124]
Y. Xu, M. Chen, X. Meng, P. Lu, X. Wang, W. Zhang, et al.
Laparoscopic anatomical liver resection guided by real-time indocyanine green fluorescence imaging: experience and lessons learned from the initial series in a single center.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 4683-4691
[125]
T. Aoki, T. Koizumi, D.A. Mansour, A. Fujimori, T. Kusano, K. Matsuda, et al.
Ultrasound-guided preoperative positive percutaneous indocyanine green fluorescence staining for laparoscopic anatomical liver resection.
J Am Coll Surg., 230 (2020), pp. e7-e12
[126]
D. Ito, T. Ishizawa, K. Hasegawa.
Laparoscopic positive staining of hepatic segments using indocyanine green-fluorescence imaging.
J Hepatobiliary Pancreat Sci., 27 (2020), pp. 441-443
[127]
M. Diana, V. Agnus, P. Halvax, Y.-Y. Liu, B. Dallemagne, A.-I. Schlagowski, et al.
Intraoperative fluorescence-based enhanced reality laparoscopic real-time imaging to assess bowel perfusion at the anastomotic site in an experimental model.
Br J Surg., 102 (2015), pp. e169-e176
[128]
A. Peloso, E. Franchi, M.C. Canepa, L. Barbieri, L. Briani, J. Ferrario, et al.
Combined use of intraoperative ultrasound and indocyanine green fluorescence imaging to detect liver metastases from colorectal cancer.
HPB (Oxford)., 15 (2013), pp. 928-934
[129]
K. Uchiyama, M. Ueno, S. Ozawa, S. Kiriyama, Y. Shigekawa, H. Yamaue.
Combined use of contrast-enhanced intraoperative ultrasonography and a fluorescence navigation system for identifying hepatic metastases.
World J Surg., 34 (2010), pp. 2953-2959
[130]
T. Abo, A. Nanashima, S. Tobinaga, S. Hidaka, N. Taura, K. Takagi, et al.
Usefulness of intraoperative diagnosis of hepatic tumors located at the liver surface and hepatic segmental visualization using indocyanine green-photodynamic eye imaging.
Eur J Surg Oncol., 41 (2015), pp. 257-264
[131]
M. Terasawa, T. Ishizawa, Y. Mise, Y. Inoue, H. Ito, Y. Takahashi, et al.
Applications of fusion-fluorescence imaging using indocyanine green in laparoscopic hepatectomy.
Surg Endosc., 31 (2017), pp. 5111-5118
[132]
T. Ishizawa, N. Fukushima, J. Shibahara, K. Masuda, S. Tamura, T. Aoki, et al.
Real-time identification of liver cancers by using indocyanine green fluorescent imaging.
Cancer., 115 (2009), pp. 2491-2504
[133]
Y. Inoue, J. Arita, T. Sakamoto, Y. Ono, M. Takahashi, Y. Takahashi, et al.
Anatomical liver resections guided by 3-dimensional parenchymal staining using fusion indocyanine green fluorescence imaging.
Ann Surg., 262 (2015), pp. 105-111
[134]
Y. Morita, T. Sakaguchi, N. Unno, Y. Shibasaki, A. Suzuki, K. Fukumoto, et al.
Detection of hepatocellular carcinomas with near-infrared fluorescence imaging using indocyanine green: its usefulness and limitation.
Int J Clin Oncol., 18 (2013), pp. 232-241
[135]
E. Lieto, G. Galizia, F. Cardella, A. Mabilia, N. Basile, P. Castellano, et al.
Indocyanine green fluorescence imaging-guided surgery in primary and metastatic liver tumors.
Surg Innov., 25 (2018), pp. 62-68
[136]
S. Yao, L. Zhang, J. Ma, W. Jia, H. Chen.
Precise right hemihepatectomy for the treatment of hepatocellular carcinoma guided by fusion ICG fluorescence imaging.
J Cancer., 11 (2020), pp. 2465-2475
[137]
A. Westgaard, S. Tafjord, I.N. Farstad, M. Cvancarova, T.J. Eide, O. Mathisen, et al.
Resectable adenocarcinomas in the pancreatic head: the retroperitoneal resection margin is an independent prognostic factor.
BMC Cancer., 8 (2008), pp. 5
[138]
S.Y. Rho, J.S. Kim, J.U. Chong, H.K. Hwang, D.S. Yoon, W.J. Lee, et al.
Indocyanine green perfusion imaging-guided laparoscopic pancreaticoduodenectomy: potential application in retroperitoneal margin dissection.
J Gastrointest Surg., 22 (2018), pp. 1470-1474
[139]
M. Hutteman, J.R. van der Vorst, J.S. Mieog, B.A. Bonsing, H.H. Hartgrink, P.J. Kuppen, et al.
Near-infrared fluorescence imaging in patients undergoing pancreaticoduodenectomy.
Eur Surg Res., 47 (2011), pp. 90-97
[140]
A.D. Newton, J.D. Predina, M.H. Shin, L.G. Frenzel-Sulyok, C.M. Vollmer, J.A. Drebin, et al.
Intraoperative near-infrared imaging can identify neoplasms and aid in real-time margin assessment during pancreatic resection.
Ann Surg., 270 (2019), pp. 12-20
[141]
S. Paiella, M. De Pastena, L. Landoni, A. Esposito, L. Casetti, M. Miotto, et al.
Is there a role for near-infrared technology in laparoscopic resection of pancreatic neuroendocrine tumors? Results of the COLPAN “colour-and-resect the pancreas” study.
Surg Endosc., 31 (2017), pp. 4478-4484
[142]
C. Shirata, Y. Kawaguchi, K. Kobayashi, Y. Kobayashi, J. Arita, N. Akamatsu, et al.
Usefulness of indocyanine green-fluorescence imaging for real-time visualization of pancreas neuroendocrine tumor and cystic neoplasm.
J Surg Oncol., 118 (2018), pp. 1012-1020
[143]
J. Colvin, N. Zaidi, E. Berber.
The utility of indocyanine green fluorescence imaging during robotic adrenalectomy.
J Surg Oncol., 114 (2016), pp. 153-156
[144]
E. Arora, A. Bhandarwar, A. Wagh, S. Gandhi, C. Patel, S. Gupta, et al.
Role of indo-cyanine green (ICG) fluorescence in laparoscopic adrenalectomy: a retrospective review of 55 Cases.
Surg Endosc., 32 (2018), pp. 4649-4657
[145]
S. Sound, A.K. Okoh, E. Bucak, H. Yigitbas, C. Dural, E. Berber.
Intraoperative tumor localization and tissue distinction during robotic adrenalectomy using indocyanine green fluorescence imaging: a feasibility study.
Surg Endosc., 30 (2016), pp. 657-662
[146]
M. Lerchenberger, U. Gündogar, N. Al Arabi, J.K.S. Gallwas, H. Stepp, K.K.J. Hallfeldt, et al.
Indocyanine green fluorescence imaging during partial adrenalectomy.
Surg Endosc., 34 (2020), pp. 2050-2055
[147]
A. Tuncel, M. Balci, C. Aykanat, Y. Aslan, D. Berker, O. Guzel.
Laparoscopic partial adrenalectomy using near-infrared imaging: the initial experience.
Minim Invasive Ther Allied Technol., 11 (2019), pp. 1-7
[148]
G.L. Baiocchi, F. Gheza, S. Molfino, L. Arru, M. Vaira, S. Giacopuzzi.
Indocyanine green fluorescence-guided intraoperative detection of peritoneal carcinomatosis: systematic review.
[149]
F.N. Gilly, E. Cotte, C. Brigand, O. Monneuse, A.C. Beaujard, G. Freyer, et al.
Quantitative prognostic indices in peritoneal carcinomatosis.
Eur J Surg Oncol., 32 (2006), pp. 597-601
[150]
I. Veys, F.C. Pop, S. Vankerckhove, R. Barbieux, M. Chintinne, M. Moreau, Group R&D for the Clinical Application of Fluorescence Imaging of the Jules Bordet Institute, et al.
ICG-fluorescence imaging for detection of peritoneal metastases and residual tumoral scars in locally advanced ovarian cancer: A pilot study.
J Surg Oncol., 117 (2018), pp. 228-235
[151]
G. Liberale, S. Vankerckhove, M.G. Caldon, B. Ahmed, M. Moreau, I.E. Nakadi, Group R&D for the Clinical Application of Fluorescence Imaging of the Jules Bordetʼs Institute, et al.
Fluorescence imaging after indocyanine green injection for detection of peritoneal metastases in patients undergoing cytoreductive surgery for peritoneal carcinomatosis from colorectal cancer: a pilot study.
Ann Surg., 264 (2016), pp. 1110-1115
[152]
G. Barabino, J.P. Klein, J. Porcheron, A. Grichine, J.L. Coll, M. Cottier.
Intraoperative Near-Infrared Fluorescence Imaging using indocyanine green in colorectal carcinomatosis surgery: Proof of concept.
Eur J Surg Oncol., 42 (2016), pp. 1931-1937
[153]
A. Filippello, J. Porcheron, J.P. Klein, M. Cottier, G. Barabino.
Affinity of indocyanine green in the detection of colorectal peritoneal carcinomatosis.
Surg Innov., 24 (2017), pp. 103-108
[154]
E. Lieto, A. Auricchio, F. Cardella, A. Mabilia, N. Basile, P. Castellano, et al.
Fluorescence-guided surgery in the combined treatment of peritoneal carcinomatosis from colorectal cancer: preliminary results and considerations.
World J Surg., 42 (2018), pp. 1154-1160
[155]
T. Rubio Sánchez, A. Fluixá Pelegri, S. Morales-Conde.
The value of indocyanine green (ICG) fluorescence for the identification of peritoneal carcinomatosis.
[156]
P. Fernández Veiga, E. Licardie, I. Alarcón, S. Morales-Conde.
Use of flourescent imaging with indocyanine green (ICG) for the identification of intestinal lymphoma.
[157]
Y. Hiramatsu, H. Takeuchi, O. Goto, H. Kikuchi, Y. Kitagawa.
Minimally invasive function-preserving gastrectomy with sentinel node biopsy for early gastric cancer.
Digestion., 99 (2019), pp. 14-20
[158]
G.H. Bok, Y.J. Kim, S.Y. Jin, C.G. Chun, T.H. Lee, H.G. Kim, et al.
Endoscopic submucosal dissection with sentinel node navigation surgery for early gastric cancer.
Endoscopy., 44 (2012), pp. 953-956
[159]
J.Y. An, J.S. Min, H. Hur, Y.J. Lee, G.S. Cho, Y.K. Park, SEntinel Node ORIented Tailored Approach (SENORITA) Study Group, et al.
Laparoscopic sentinel node navigation surgery versus laparoscopic gastrectomy with lymph node dissection for early gastric cancer: short-term outcomes of a multicentre randomized controlled trial (SENORITA).
Br J Surg., 107 (2020), pp. 1429-1439
[160]
G.C. Wishart, S.W. Loh, L. Jones, J.R. Benson.
A feasibility study (ICG-10) of indocyanine green (ICG) fluorescence mapping for sentinel lymph node detection in early breast cancer.
Eur J Surg Oncol., 38 (2012), pp. 651-656
[161]
J.S. Mieog, S.L. Troyan, M. Hutteman, K.J. Donohoe, J.R. van der Vorst, A. Stockdale, et al.
Toward optimization of imaging system and lymphatic tracer for near-infrared fluorescent sentinel lymph node mapping in breast cancer.
Ann Surg Oncol., 18 (2011), pp. 2483-2491
[162]
S.Y. Jung, J.H. Han, S.J. Park, E.G. Lee, J. Kwak, S.H. Kim, et al.
The sentinel lymph node biopsy using indocyanine green fluorescence plus radioisotope method compared with the radioisotope-only method for breast cancer patients after neoadjuvant chemotherapy: a prospective, randomized, open-label single-center phase 2 trial.
Ann Surg Oncol., 26 (2019), pp. 2409-2416
[163]
N. Takemoto, A. Koyanagi, M. Yasuda, H. Yamamoto.
Comparison of the indocyanine green dye method versus the combined method of indigo carmine blue dye with indocyanine green fluorescence imaging for sentinel lymph node biopsy in breast conservative therapy for stage ≤IIA breast cancer.
BMC Womens Health., 18 (2018), pp. 151
[164]
G. D’Ambrosio, A.M. Paganini, A. Balla, S. Quaresima, P. Ursi, P. Bruzzone, et al.
Quality of life in non-early rectal cancer treated by neoadjuvant radio-chemotherapy and endoluminal loco-regional resection (ELRR) by transanal endoscopic microsurgery (TEM) versus laparoscopic total mesorectal excision.
Surg Endosc., 30 (2016), pp. 504-511
[165]
S. Quaresima, A. Balla, L. Franceschilli, M. La Torre, C. Iafrate, M. Shalaby, et al.
Transanal minimally invasive surgery for rectal lesions.
[166]
A.C. Currie, A. Brigic, S. Thomas-Gibson, N. Suzuki, M. Moorghen, J.T. Jenkins, et al.
A pilot study to assess near infrared laparoscopy with indocyanine green (ICG) for intraoperative sentinel lymph node mapping in early colon cancer.
Eur J Surg Oncol., 43 (2017), pp. 2044-2051
[167]
H.J. Handgraaf, L.S. Boogerd, F.P. Verbeek, Q.R. Tummers, J.C. Hardwick, C.I. Baeten, et al.
Intraoperative fluorescence imaging to localize tumors and sentinel lymph nodes in rectal cancer.
Minim Invasive Ther Allied Technol., 25 (2016), pp. 48-53
[168]
N. Nishigori, F. Koyama, T. Nakagawa, S. Nakamura, T. Ueda, T. Inoue, et al.
Visualization of lymph/blood flow in laparoscopic colorectal cancer surgery by ICG fluorescence imaging (Lap-IGFI).
Ann Surg Oncol., 23 (2016), pp. S266-S274
[169]
M. Kazanowski, H. Al Furajii, R.A. Cahill.
Near-infrared laparoscopic fluorescence for pelvic side wall delta mapping in patients with rectal cancer--’PINPOINT’ nodal assessment.
Colorectal Dis., 17 (2015), pp. 32-35
[170]
S. Noura, M. Ohue, Y. Seki, K. Tanaka, M. Motoori, K. Kishi, et al.
Feasibility of a lateral region sentinel node biopsy of lower rectal cancer guided by indocyanine green using a near-infrared camera system.
Ann Surg Oncol., 17 (2010), pp. 144-151
[171]
J. Watanabe, M. Ota, Y. Suwa, A. Ishibe, H. Masui, K. Nagahori.
Evaluation of lymph flow patterns in splenic flexural colon cancers using laparoscopic real-time indocyanine green fluorescence imaging.
Int J Colorectal Dis., 32 (2017), pp. 201-207
[172]
M. Chand, D.S. Keller, H.M. Joshi, L. Devoto, M. Rodriguez-Justo, R. Cohen.
Feasibility of fluorescence lymph node imaging in colon cancer: FLICC.
Tech Coloproctol., 22 (2018), pp. 271-277
[173]
J. Jimenez-Lillo, E. Villegas-Tovar, D. Momblan-Garcia, V. Turrado-Rodriguez, A. Ibarzabal-Olano, B. De Lacy, et al.
Performance of indocyanine-green imaging for sentinel lymph node mapping and lymph node metastasis in esophageal cancer: systematic review and meta-analysis.
Ann Surg Oncol., 28 (2021), pp. 4869-4877
[174]
K.J. Hachey, D.M. Gilmore, K.W. Armstrong, S.E. Harris, J.L. Hornick, Y.L. Colson, et al.
Safety and feasibility of near-infrared image-guided lymphatic mapping of regional lymph nodes in esophageal cancer.
J Thorac Cardiovasc Surg., 152 (2016), pp. 546-554
[175]
Y. Yuasa, J. Seike, T. Yoshida, H. Takechi, H. Yamai, Y. Yamamoto, et al.
Sentinel lymph node biopsy using intraoperative indocyanine green fluorescence imaging navigated with preoperative CT lymphography for superficial esophageal cancer.
Ann Surg Oncol., 19 (2012), pp. 486-493
[176]
H. Ohdaira, M. Yoshida, S. Okada, N. Tsutsui, M. Kitajima, Y. Suzuki.
New method of indocyanine green fluorescence sentinel node mapping for early gastric cancer.
Ann Med Surg (Lond)., 20 (2017), pp. 61-65
[177]
I. Miyashiro, K. Kishi, M. Yano, K. Tanaka, M. Motoori, M. Ohue, et al.
Laparoscopic detection of sentinel node in gastric cancer surgery by indocyanine green fluorescence imaging.
Surg Endosc., 25 (2011), pp. 1672-1676
[178]
C.M. Lee, S. Park, S.H. Park, S.W. Jung, J.W. Choe, J.Y. Sul, et al.
Sentinel node mapping using a fluorescent dye and visible light during laparoscopic gastrectomy for early gastric cancer: result of a prospective study from a single institute.
Ann Surg., 265 (2017), pp. 766-773
[179]
Y. Shoji, K. Kumagai, S. Kamiya, S. Ida, S. Nunobe, M. Ohashi, et al.
Prospective feasibility study for single-tracer sentinel node mapping by ICG (indocyanine green) fluorescence and OSNA (one-step nucleic acid amplification) assay in laparoscopic gastric cancer surgery.
Gastric Cancer., 22 (2019), pp. 873-880
[180]
Y. Tajima, K. Yamazaki, Y. Masuda, M. Kato, D. Yasuda, T. Aoki, et al.
Sentinel node mapping guided by indocyanine green fluorescence imaging in gastric cancer.
Ann Surg., 249 (2009), pp. 58-62
[181]
M. Kusano, Y. Tajima, K. Yamazaki, M. Kato, M. Watanabe, M. Miwa.
Sentinel node mapping guided by indocyanine green fluorescence imaging: a new method for sentinel node navigation surgery in gastrointestinal cancer.
Dig Surg., 25 (2008), pp. 103-108
[182]
Q.R. Tummers, L.S. Boogerd, W.O. de Steur, F.P. Verbeek, M.C. Boonstra, H.J. Handgraaf, et al.
Near-infrared fluorescence sentinel lymph node detection in gastric cancer: A pilot study.
World J Gastroenterol., 22 (2016), pp. 3644-3651
[183]
M. Liu, J. Xing, K. Xu, P. Yuan, M. Cui, C. Zhang, et al.
Application of near-infrared fluorescence imaging with indocyanine green in totally laparoscopic distal gastrectomy.
J Gastric Cancer., 20 (2020), pp. 290-299
[184]
Q.Y. Chen, J.W. Xie, Q. Zhong, J.B. Wang, J.X. Lin, J. Lu, et al.
Safety and efficacy of indocyanine green tracer-guided lymph node dissection during laparoscopic radical gastrectomy in patients with gastric cancer: a randomized clinical trial.
JAMA Surg., 155 (2020), pp. 300-311
[185]
G.L. Baiocchi, S. Molfino, B. Molteni, L. Quarti, G. Arcangeli, S. Manenti, et al.
Fluorescence-guided lymphadenectomy in gastric cancer: a prospective western series.
Updates Surg., 72 (2020), pp. 761-772
[186]
D. Göppner, S. Nekwasil, A. Jellestad, A. Sachse, K.H. Schönborn, H. Gollnick.
Indocyanine green-assisted sentinel lymph node biopsy in melanoma using the “FOVIS” system.
J Dtsch Dermatol Ges., 15 (2017), pp. 169-178
Copyright © 2021. AEC
Descargar PDF
Opciones de artículo
es en pt

¿Es usted profesional sanitario apto para prescribir o dispensar medicamentos?

Are you a health professional able to prescribe or dispense drugs?

Você é um profissional de saúde habilitado a prescrever ou dispensar medicamentos