No influencia de propanolol, ciclosporina, adriamicina y nifedipina en el marcaje in vitro de hematíes

El objetivo del trabajo fue estudiar la posible interferencia de propanolol, ciclosporina, adriamicina y nifedipina en el marcaje in vitro de hematies. Material y Métodos: Se extrajeron muestras de 20 ml de sangre de 40 voluntarios sanos que no habían tomado ningún tipo de medicación una semana antes de la extracción. Alícuotas de 2,0 mL se incubaron a 37 °C con diferentes concentraciones de los medicamentos durante 30 minutos. En todos los casos se incubó un grupo control con solución salina (0,9%). Se utilizaron dos métodos de marcaje: 1) en el método EDTA se añadió 60 ml de SnCl2 (10,2 µg/ml), 2,0 ml de suero fisiológico, 0,2 ml de EDTA 2,2% y 7,4 MBq de Na99mTcO4 y se incubó 5 minutos y 2) en el método de hipoclorito inicialmente las muestras se incubaron con SnCl2 (10,2 μg/ml) durante 5 minutos. A continuación se añadió 40 µl de hipoclorito al 1% y todos los reactivos descritos en el método anterior. Con ambos métodos, los hematies fueron separados por centrifugación y se calculó el rendimiento de marcaje. Resultados: Los resultados no mostraron diferencias significativas entre el rendimiento de marcaje del grupo control y el de las diferentes concentraciones de fármacos estudiadas. Tampoco se observaron diferencias significativas entre los dos métodos de marcaje utilizados. Conclusión: Ambos métodos de marcaje son válidos para la preparación in vitro de 99mTc-hematies. La ausencia de diferencias significativas en el rendimiento de marcaje indica que las interferencias observadas por algunos investigadores in vitro estan relacionadas con concentraciones superiores a los niveles plasmáticos terapéuticos. Por otro lado las interferencias descritas in vivo podrían deberse a la aparición de catabolitos activos y/o interferencia entre diversos medicamentos.

The objective of this work was to study the potential interference of propanolol, cyclosporine, adriamycin, and nifedipine with the in vitro labelling of erythrocytes. Materials and Methods: 20-ml blood specimens were collected from 40 healthy volunteers who had not taken any drug in the week before collection. 2.0-ml alliquots were incubated at 37 °C with different concentrations of the drugs for 30 minutes. In all cases, a control groupo was incubated with saline (0.9%). Two labelling methods were used: 1) EDTA method, in which 60 µl of SnCl2 (10.2 µg/ml), 2.0 ml of saline, 0.2 ml EDTA 2.2%, and 7.4 MBq of Na99mTcO4 were added, and the mix was incubated for 5 minutes. 2) The hypochlorite method, in which specimens were initially incubated with SnCl2 (10.2 µg/ml) for 5 minutes. Then, 40 µl of 1% hypochlorite and all the reagents described in the previous method were added. With both methods, erythrocytes were separated by centrifugation and the labelling yield was estimated. Results: Results did not show significant differences between the vield of the control group labelling and the yield of the different concentrations of the tested drugs. Also, significant differences were not observed the two labelling methods used. Conclusion: Both labelling methods are useful for the in vitro preparation of 99mTc-erythrocytes. The absence of significant differences in the labelling yield indicates that in vitro interferences observed by some investigators are associated with concentrations exceeding therapeutic plasma levels. On the other hand, the reported in vivo interferences might be due to the presence of active catabolites and/or interference between different drugs.