metricas
covid
Buscar en
Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica
Toda la web
Inicio Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica Falsa resistencia a imipenema en bacilos gramnegativos mediante un sistema autom...
Información de la revista
Vol. 18. Núm. 10.
Páginas 500-505 (diciembre 2000)
Compartir
Compartir
Más opciones de artículo
Vol. 18. Núm. 10.
Páginas 500-505 (diciembre 2000)
Acceso a texto completo
Falsa resistencia a imipenema en bacilos gramnegativos mediante un sistema automatizado
False resistance to imipenem in Gram-negative rods with an automatized system
Visitas
5158
Felipe Fernándeza, Luis Martínezb, Alvaro Pascualc, Evelio José Peread
a Departamento de Microbiología y Epidemiología Infecciosa. Hospital Universitario Virgen Macarena.
b Departamento de Microbiología. Facultad de Medicina. Universidad de Sevilla Departamento de Microbiología y Epidemiología Infecciosa. Hospital Universitario Virgen Macarena.
c Departamento de Microbiología. Facultad de Medicina. Universidad de Sevilla.Departamento de Microbiología y Epidemiología Infecciosa. Hospital Universitario Virgen Macarena.
d Departamento de Microbiología. Facultad de Medicina. Universidad de Sevilla. Departamento de Microbiología y Epidemiología Infecciosa. Hospital Universitario Virgen Macarena.
Este artículo ha recibido
Información del artículo
Resumen
Texto completo
Bibliografía
Estadísticas

Background. The aim of this study was to evaluate the reliability of MIC values of imipenem against gramnegative rods obtained with the automated system WalkAway-98 (MicroScan, Dade, USA).

Material and Methods. One-hundred and seventy three consecutive clinical isolates of Gram-negative rods for which the MIC of imipenem were >=4 mg/l (Urine-Combo 6I panels, U6I) or >=8 mg/l (Neg-Combo 6I panels, N6I) were evaluated, including 104 non-fermenting gram-negative rods (NFGNR) and 69 enterobacteria. Panels were inoculated and read according to manufacturer's instructions. Microdilution, according to NCCLS guidelines, was used as the method of reference. MIC of imipenem determined by WalllAway-96 and microdilution differing >=2 dilution steps from those obtained with mirodilution were considered as discrepant results. Discrepancies in clinical categories were also evaluated by calculating three types of errors: very major (false susceptibility), major (false resistance) and minor (either susceptible or resistant by one method and intermediate by the other one).

Results. The percentages of discrepancies in the MIC of imipenem determined with U6I panels were 74% and 84% for NFGNR and enterobacteria, respectively. No very major errors were detected. Major errors were observed for 6% and 12% of the strains with U6I panels in NFGNR and enterobacteria, respectively, and in 12% (NFGNR) and 50% (enterobacteria) with N61 panels. With U61 panels minor errors were observed in 11% and 25% of NFGNR and enterobacteria, respectively, while with N61 panels minor error were observed in 39% and 45% of both groups, respectively.

Conclusions. MIC of imipenem >=4 mg/l obtained with the WalkAway-96 system against gramnegative rods, particularly in the case of enterobacteria, should be confirmed with a reference susceptibility method.

Keywords:
Imipenem, gram-negative rods, susceptibility testing
Texto completo

Introducción

Imipenema es uno de los antibióticos más frecuentemente utilizados en el tratamiento de las infecciones nosocomiales causadas por bacilos gramnegativos (BGN) multirresistentes, debido, fundamentalmente, a su amplio espectro de actividad1,2. La resistencia a imipenema en BGN sólo es frecuente en un reducido grupo de especies, de las que la de mayor trascendencia clínica es Stenotrophomonas maltophilia3. También se ha descrito resistencia a este antimicrobiano en una proporción variable de Pseudomonas aeruginosa4, Acinetobacter baumannii5 y algunos otros BGN no fermentadores (BGNNF)6. En el caso de las enterobacterias la resistencia a carbapenemas es aún poco frecuente, aunque ya se ha descrito en aislamientos clínicos de distintas especies, incluyendo Citrobacter freundii7, Enterobacter spp.8,9, Escherichia coli10, Klebsiella pneumoniae11, Proteus spp.12 Providencia rettgeri9 y Serratia marcescens13.

Uno de los inconvenientes que plantea la utilización de sistemas automatizados de identificación y determinación de la sensibilidad es la obtención de resultados erróneos de sensibilidad/resistencia a los antimicrobianos14. El factor que más se ha relacionado con la falsa resistencia a imipenema es su inestabilidad en determinadas condiciones físico-químicas15-19. La concentración de imipenema en paneles comerciales de sensibilidad puede disminuir hasta un 50% (equivalente a 1 dilución de diferencia) al cabo de 18 meses de su preparación20. Otro estudio ha mostrado que en un período entre 5 y 30 meses la concentración final de imipenema en paneles comerciales pasa de ser de un 94,4% a sólo un 13,8% de la concentración original21. También se han relacionado con falsa resistencia a imipenema otros factores, como la temperatura de almacenamiento de los paneles22-24, el contenido en cationes y aminoácidos del medio utilizado para determinación de la sensibilidad25-27, y la concentración del inóculo bacteriano empleado28.

El objetivo de este estudio es evaluar la fiabilidad de los valores de concentración mínima inhibitoria (CMI) de imipenema obtenidos con el sistema WalkAway-96 (MicroScan; Dade, EE.UU.) frente a BGN aislados de muestras clínicas cuando éstas son >= 4 mg/l.

Material y métodos

Cepas bacterianas

Se han estudiado 173 aislamientos consecutivos de BGN obtenidos en el laboratorio de Microbiología del Hospital Universitario Virgen Macarena de Sevilla (enero-mayo 1997) para los que la CMI de imipenema fue >= 4 mg/l (paneles Urine-Combo 6I, U6I) ó >= 8 mg/l (paneles Neg-Combo 6I, N6I). Los aislamientos se obtuvieron de orina (48%), aspirado bronquial (24%), exudado de herida (8%) y otras muestras (20%). Las especies bacterianas estudiadas fueron: A. baumannii (61), P. aeruginosa (29), Proteus mirabilis (31), S. maltophilia (11), Morganella morganii (8), Salmonella spp (6), Enterobacter cloacae (4), E. coli (4), C. freundii (3), S. marcescens (3), Yersinia enterocolitica (3), Myroides odoratum (2), K. pneumoniae (2), S. liquefaciens (2), Alcaligenes xylosoxidans (1), E. aerogenes (1), P. vulgaris (1) y Providencia stuartii (1).

La identificación de los microorganismos se realizó con el sistema WalkAway-96 utilizando paneles U6I (para BGN aislados de orina) y paneles N6 (para BGN aislados de otras muestras), complementados, para BGNNF, con el sistema API 20NE (API bio-Mérieux, La Balme, Les Grottes, Francia). Una vez identificados, los microorganismos se conservaron a -30ºC en caldo de soja tripticasa (TSB; Difco, Detroit, Michigan, EE.UU.) con glicerol al 10% hasta ser utilizados en estudios posteriores.

Como cepas de control para la determinación de sensibilidad a imipenema mediante microdilución (ver más adelante) se utilizaron E. coli ATCC 25922 y P. aeruginosa ATCC 27853.

Determinación de la sensibilidad a imipenema

Para determinar las CMI de imipenema mediante el sistema WalkAway-96 se emplearon los mismos paneles que para la identificación. Los paneles U6I tienen tres pocillos con 1,4 y 8 mg/l de imipenema, respectivamente, mientras que los paneles N6I tienen dos pocillos con 4 y 8 mg/l de imipenema, respectivamente. Los paneles se inocularon utilizando el sistema PROMPT (DADE, MicroScan, EE.UU.) siguiendo las instrucciones del fabricante. La lectura se realizó con el sistema WalkAway-96. Cuando el sistema interpretaba una CMI de imipenema >= 4 mg/l (paneles U6I) o >= 8 mg/l (paneles N6I), se realizó también una lectura visual del correspondiente panel.

Como método de referencia para la determinación de la CMI de imipenema se empleó microdilución en caldo Mueller-Hinton (Difco) ajustado con cationes (CAMHB) siguiendo las normas del National Committee for Clinical Laboratory Standards (NCCLS)29. El rango de concentraciones de imipenema (Merk Sharp & Dhome, Madrid, España) evaluadas fue de 128 a 0,015 mg/l. Los inóculos se prepararon a partir de un cultivo de 20 horas en agar Columbia suplementado con sangre de oveja al 5% (bioMérieux). Las placas de microdilución se incubaron a 35ºC en atmósfera aerobia durante 18-20 horas. La CMI se definió como la menor concentración de antibiótico que producía a simple vista una inhibición del crecimiento bacteriano. En el caso de Proteus spp. resultó complejo determinar el punto final del crecimiento, por la existencia de un crecimiento residual en los pocillos con concentraciones superiores a la CMI de referencia, que se definió en el pocillo donde se producía una disminución brusca del tamaño del botón bacteriano. Debido a esta dificultad, para los aislamientos de esta especie también se determinó la CMI de imipenema empleando tiras de E-test (Biodisk, Solna, Suecia) en placas de agar Mueller-Hinton, siguiendo las instrucciones del fabricante. Para comparar los valores de CMI determinados por microdilución con los obtenidos por E-test, estos últimos se redondearon a la siguiente dilución más alta en base 2.

Criterios de evaluación

Los resultados obtenidos por el sistema WalkAway-96 se consideraron discrepantes con los obtenidos por microdilución (método de referencia) cuando existían 2 o más diluciones de diferencia. Cuando la CMI de imipenema determinada por WalkAway-96 fue >8 mg/l y la determinada por microdilución fue >= 16 mg/l, se consideró que no existía ninguna dilución de diferencia entre ambos métodos, mientras que si la CMI determinada por microdilución fue ¾ 8 mg/l y la determinada por WalkAway-96 fue > 8 mg/l, se consideró que esta última era de 16 mg/l (el valor más próximo a > 8 mg/l).

Para los resultados discordantes observados al comparar las categorías clínicas obtenidas con ambos métodos, establecidas según los puntos de corte del NCCLS, se definieron los siguientes tipos de error: error máximo o falsa sensibilidad (sensible por WalkAway-96 y resistente por microdilución); error mayor o falsa resistencia (resistente por WalkAway-96 y sensible por microdilución), y error menor (intermedio por un método y sensible o resistente por el otro). En las cepas de Proteus spp. (n=32), se evaluaron también las discrepancias en las CMI de imipenema obtenidas al comparar WalkAway-96 con microdilución, WalkAway-96 con E-test y E-test con microdilución.

Resultados

En la tabla 1 se recoge el número de cepas, por especies, con CMI de imipenema de 4,8 y >8 mg/l, respectivamente, determinadas por WalkAway-96 con paneles U6I y N 6I. Mediante la técnica de referencia empleada para la determinación de la sensibilidad, se comprobó que la CMI de imipenema frente a las 69 enterobacterias estudiadas fue en todos los casos inferior a 8 mg/l (para 2 cepas de P. mirabilis la CMI fue de 4 mg/l, para 10 cepas de P. mirabilis y de E. cloacae fue de 2 mg/l y para los restantes 56 aislamientos fue ¾ 1 mg/l. Los porcentajes de BGNNF intermedios y resistentes a imipenema incluidos en el estudio fueron del 22,1% (23/104) y del 33,6% (35/104), respectivamente. Los porcentajes de aislamientos intermedios de P. aeruginosa y A. baumannii de este estudio fueron del 10,3% (3/29) y del 32,8% (20/61), valores coincidentes con los de aislamientos resistentes en ambas especies, que también fueron del 10,3% (3/29) y del 32,8% (20/61) respectivamente. La CMI de imipenema frente a las 11 cepas de S. maltophilia fue >= 32 mg/l.

Como se recoge en la tabla 2, al utilizar los paneles U6I el porcentaje de discrepancias para las CMI de imipenema fue del 74% para BGNNF y del 83% para enterobacterias, oscilando dichos valores entre el 0% (S. maltophilia, n=1) y el 100% (M.morganii, n=5 y Salmonella spp., n=1).

Las discrepancias globales para BGNNF con paneles N6I fueron del 16% (tabla 3). En enterobacterias, y con este mismo tipo de paneles, las discrepancias observadas fueron globalmente del 95% (en concreto, del 100% de todas las especies estudiadas, excepto en M.morganii [67%]).

Al considerar los 32 aislamientos de Proteus spp. estudiados (tablas 2 y 3) se obtuvo un 78% de resultados discrepantes al comparar WalkAway-96 y microdilución (75% para paneles U6I y 100% para paneles N6I), un 94% al comparar WalkAway-96 y E-test y un 16% al comparar E-test con microdilución.

Al evaluar las diferencias en las categorías clínicas determinadas por WalkAway-96 y microdilución, en ningún caso se produjeron errores máximos (tablas 2 y 3). El porcentaje de errores mayores obtenidos con paneles U6I fue menor para BGNNF que para enterobacterias (6% y 12%, respectivamente), mientras que con los paneles N6I fueron del 12% (BGNNF) y del 50% (enterobacterias). En el 11% de BGNNF y el 25% de enterobacterias se detectaron errores menores con los paneles U6I y en el 39% y 45% de ambos grupos de bacterias con los paneles N6I.

Discusión

Los sistemas automatizados han supuesto un importante avance en la identificación y la determinación de la sensibilidad a los antimicrobianos de muchas de las bacterias aisladas a partir de muestras clínicas14. El uso de estos sistemas conlleva una serie de inconvenientes de los que, quizá, el de mayor importancia es la obtención de falsos datos de sensibilidad. Este problema se ha descrito sobre todo para los ß-lactámicos, y en particular para compuestos poco estables, como imipenema14. El porcentaje de discrepancias (>= 2 diluciones de error) del sistema WalkAway-96 al determinar el valor de CMI de imipenema frente a las enterobacterias evaluadas en este estudio fue superior al 80%, con independencia del tipo de panel utilizado. Dichas discrepancias siempre se debieron a que la CMI obtenida por WalkAwy-96 era mayor que la obtenida por el método de referencia. De hecho, ninguna de la 13 especies de enterobacterias evaluadas fue intermedia o resistente a imipenema. Por esta razón creemos que debe mantenerse una actitud crítica en aquellos casos en los que WalkAway-96 indique una CMI de imipenema >= 4 mg/l frente a alguna enterobacteria. Los resultados de este estudio señalan la necesidad de confirmar este hallazgo mediante una técnica de referencia.

Considerando el total de enterobacterias aisladas y evaluadas a lo largo del período de estudio, las especies para las que con más frecuencia se obtuvo con WalkAway-96 una CMI de imipenema falsamente elevada fueron: Y. enterocolitica (50,0% [3/6]), S. liquefaciens (50,0% [2/4]), Proteus spp. (27,6% [32/196]), P. stuartii (25% [1/4]), y M. morganii (16,3%[8/29]). Aunque en el caso de Salmonella spp. este error se observó en un 7,2% de casos, debemos recordar la gran frecuencia de aislamientos de esta especie en nuestro entorno (83 aislamientos durante el período de estudio). Por el contrario, el hallazgo es muy poco frecuente en E. coli, especie para la que el porcentaje de CMI de imipenema errónea fue de sólo el 0,4% (4/1.004).

Las discrepancias obtenidas para BGNNF variaron significativamente en función del tipo de panel utilizado: 74% el usar paneles U6I y 16% al usar paneles N6I. El menor porcentaje de discrepancias (0%) se observó con S. maltophilia, lo que debe relacionarse con el hecho de la resistencia intrínseca de esta especie a carbapenemas3. En A. baumannii los porcentajes de discrepancias variaron entre el 13% con paneles N6I y el 50% con paneles U6I. En esta última especie el método de referencia indicó que los valores de CMI de imipenema frente a muchas de las cepas evaluadas estaban cercanos a los puntos de corte intermedio y resistente (CMI de imipenema entre 4 y 64 mg/l para el 85,2% de las cepas), por lo que pequeñas variaciones en el valor de CMI tendrán un gran impacto en la correspondiente categoría clínica. Los datos obtenidos con S. maltophilia y con A. baumannii indican claramente que la determinación de la CMI de imipenema con el sistema WalkAway-96 es más fiable frente a microorganismos resistentes que frente a los sensibles.

Las causas de las discrepancias observadas en este estudio no han podido determinarse con precisión. Pueden descartarse los errores de lectura por el sistema WalkAway-96, ya que en todos los casos los valores de CMI determinados mediante inspección visual de los paneles coincidieron con los determinados por el sistema automatizado. En nuestra experiencia, y empleando los mismos paneles evaluados en este estudio, también hemos, observado altas tasas de falsa resistencia de Salmonella spp. a aztreonam (datos no mostrados), lo que indica que los problemas observados con imipenema pueden afectar también a otros ß- lactámicos. En este mismo sentido, Ferraro y Jorgensen14 han descrito falsa resistencia a aztreonam en Proteus spp. y Morganella spp. Según estos autores, este problema deriva de la interpretación como crecimiento bacteriano de opacidades mínimas en los pocillos con aztreonam, como consecuencia de la elongación bacteriana previa a la lisis celular. Zimmer et al30, sin embargo, al evaluar la falsa resistencia de BGN a aztreonam obtenida al usar paneles comerciales (MicroScan) comprobaron que ésta se debía fundamentalmente al empleo de inóculos elevados (1,5-2,4 x 106 unidades formadoras de colonias/ml). Por el momento se desconoce la importancia que estos dos factores (elongación bacteriana prelítica y sobreinoculación de los paneles) podrían tener en los resultados obtenidos en este estudio con imipenama. En el caso particular de Proteus spp., las discrepancias obtenidas podrían deberse a la dificultad para determinar el punto final de crecimiento en los paneles comerciales, observado también en el método usado como referencia (microdilución). Otros autores también han constatado las dificultades para establecer la CMI de imipenema frente a Proteus spp. al usar métodos de dilución en medio líquido. En nuestra experiencia, y teniendo en cuenta el acuerdo entre los valores de CMI obtenidos por microdilución y por E-test, la definición del valor de CMI de imipenema frente a Proteus spp. mediante la lectura visual de los paneles de microdilución es suficientemente fiable, y permite establecer un valor de referencia adecuado para evaluar los resultados obtenidos con WalkAway-96 frente a este microorganismo. De acuerdo con los resultados publicados por otros autores, y dado que nuestros resultados indican que la CMI obtenida con paneles comerciales es superior a la de referencia, es muy posible que la principal causa de las discrepancias observadas en este estudio deriven de la inestabilidad de imipenema en los paneles comerciales. Son necesarios nuevos estudios destinados a aclarar éstos u otros factores. En cualquier caso, sería necesario establecer por parte del fabricante las medidas de control que garanticen la calidad de los resultados obtenidos al emplear los paneles actualmente en uso.

Conviene reseñar que a pesar del elevado porcentaje de discrepancias en los valores de CMI de imipenema, determinados por WalkAway-96, éstas no han supuesto en ningún caso la obtención de falsas sensibilidades (la peor de las circustancias desde el punto de vista clínico), aunque sí de un número significativo de falsas resistencias (entre el 10% y el 55%), casi siempre en especies (Proteus y Morganella) para las que las CMI de referencia presentan valores más altos, y en las que pequeños errores cuantitativos suponen el paso de categoría clínica de sensible a resistente. Las distintas concentraciones de imipenema en los dos tipos de paneles empleados explican las diferencias en los porcentajes de errores mayores obtenidos. Como se ha señalado anteriormente, dichos errores mayores son consecuencia, con toda probabilidad, de CMI de imipenema falsamente elevadas, lo que determina que ligeros incrementos en los paneles con pocillos de 4 y 8 mg/l de imipenema (N6I) fácilmente se traducen en saltos de categoría de sensible a resistente, mientras que ligeros incrementos en el pocillo de 1 mg/l (sólo disponible en paneles U6I) pocas veces supondrán un cambio de categoría clínica.

En conclusión, sugerimos que los valores de CMI de imipenema >= 4 mg/l determinados con el sistema WalkAway-96 frente a BGN en los que la resistencia a imipenema es poco frecuente o excepcional, deben confirmarse mediante una técnica de referencia.

Bibliografía
[1]
Cohn DL, Reimer LG, Reller LB..
Comparative in vitro activity of MK0787 (N-formimidoyl thienamycin) against 540 blood culture isolates..
J Antimicrob Chemother, 9 (1982), pp. 183-194
[2]
antibacterial activity of imipenem: the first thienamycin antibiotic. Rev Infect Dis 1985; 7(suppl. 3): S389-S410.
[3]
García-Rodríguez JA, García-Sánchez JE, García García MI, García Sánchez E, Muñoz Bellido JL..
Antibiotic susceptibility profile of Xanthomonas maltophilia: in vitro activity of ß-lactam/ß-lactamase inhibitor combinations..
Diagn Microbiol Infect Dis, 14 (1991), pp. 239-243
[4]
Quin JP, Dudeck EJ, Divicenzo CA..
Emergence of resistnce to imipenem during therapy for Pseudomonas aeruginosa infections..
J Infect Dis, 154 (1986), pp. 289-294
[5]
Urban C, Go E, Mariano N, Berger BJ, Avraham I, Rubin D, Rahal JJ..
Effect of sulbactam on infections caused by imipenem-resistant Acinetobacter calcoaceticus biotype anitratus strains..
J Infect Dis, 167 (1993), pp. 448-451
[6]
Rasmussen BA, Bush K..
Carbapenem-hidrolyzing ß-lactamases..
Antimicrob Agents Chemother, 41 (1997), pp. 223-232
[7]
Mainardi J-L, Mugnier P, Coutrot A, Buu-Hoï A, Collatz E, Gutman NL..
Carbapenem resistance in a clinical isolate of Citrobacter freundii..
Antimicrob Agents Chemother, 38 (1994), pp. 2352-2354
[8]
Hopkins JM, Townr KJ..
Enhanced resistance to cefotaxime and imipenem associated with outer membrane alterations in Enterobacter aerogenes..
J Antimicrob Chemother, 25 (1990), pp. 49-55
[9]
Raimondi A, Traverso A, Nikaido H..
Imipenem- and meropenem-resistant mutants of Enterobacter cloacae and Proteus rettgeri lack porins..
Antimicrob Agents Chemother, 32 (1991), pp. 1174-1180
[10]
Brown DF, Farrington M, Warren RE..
Imipenem-resistant Escherichia coli..
Lancet, 342 (1993), pp. 177
[11]
Bradford PA, Urban C, Mariano N, Projan SJ, Rahal JJ, Nush K..
Imipenem resistance in Klebsiella pneumoniae is associated with the combinationn of ACT-1, a plasmid.mediated AmpC ß-lactamase, and the loss of an outer membrane protein..
Antimicrob Agents Chemother, 41 (1997), pp. 563-569
[12]
Neuwirth C, Siebor E, Duez JM, Pechinot A, Kazmierczak A..
Imipenem resistance in clinical isolates of Proteus mirabilis associated with alterations in penicillin-binding proteins..
J Antimicrob Chemother, 36 (1995), pp. 335-342
[13]
Cloning and secuence analysis of the gene for a carbapenem-hidrolyzing class A ß-lactamase, Sm 1, from Serratia marcescens S6 Antimicrob Agents Chemother 1994; 38: 1.262-1.270.
[14]
Instrument-based antibacterial susceptibility testing. En: Murray PR, Baron EJ, Pfaller MA, Tenover FC, Yolken RH, Dirs. Manual of Clinical Microbiology (7ª ed). Washington DC: American Society for Microbiology, 1999; 1.379-1.384.
[15]
Boyce JM, Papa E, Dickenson R, Medeiros A..
Failure of routine susceptibility test to detec imipenem resistance among strains of methicilin resistant Staphyhlococcus aureus..
Antimicrob Agents Chemother, 35 (1991), pp. 1495-1497
[16]
Daly JS, Deluca BA, Hebert SR, Dodge RA, Soja DT..
Imipenem stability in a predried susceptibility panel..
J Clin Microbiol, 32 (1994), pp. 2584-2587
[17]
O' Rourke EJ, Lambert KG, Parsonnet KC, Macone AB, Goldmann DA..
False resistance to imipenem with a microdilution susceptibility testing system..
J Clin Microbiol, 29 (1991), pp. 827-829
[18]
Ravaoarinoro M, Therrien C, Toma E, Agbaba O, Morriset R..
False resistance to cefazolin and imipenem shown by the MicroScan system in staphylococcal susceptibility testing..
J Antimicrob Chemother, 33 (1994), pp. 670-671
[19]
Shungu DL, Weinberg E, Cerami AT..
Evaluation of three broth disk methods for testing the susceptibility of anaerobic bacteria to imipenem..
J Clin Microbiol, 21 (1985), pp. 875-879
[20]
Daly JS, Deluca BA, Hebert SR, Dodge RA, Soja DT..
Imipenem stability in a predied susceptibility panel..
J Clin Microbiol, 32 (1994), pp. 2584-2587
[21]
White RL, Kays MB, Friedrich LV, Brown EW, Koonce JR..
Pseudoresistance of Pseudomonas aeruginosa resulting from degradation of imipenem in an automated susceptibility testing system with predied panels..
J Clin Microbiol, 29 (1991), pp. 398-400
[22]
Baron EJ, Hindler JA..
Bioctivity of imipenem as a function of medium, time, and temperature..
Antimicrob Agents Chemother, 25 (1984), pp. 781-782
[23]
Nickolai DJ, Lammell CJ, Byford BA, Morris JH, Kaplan EB, Hadley WK, Brooks GF..
Effects of storage temperature and pH stability of eleven ß-lactam antibotics in MIC trays..
J Clin Microbiol, 21 (1985), pp. 366-370
[24]
Turgeon PL, Desrochers C..
Stability of imipenem in Mueller-Hinton Agar stored at 4ºC..
Antimicrob Agents Chemother, 28 (1985), pp. 711-712
[25]
Daly JS, Dodge RA, Glew RH, Soja DT, DeLuca BA, Hebert S..
Effect of zinc concentration in Mueller-Hinton agar on susceptibility of Pseudomonas aeruginosa to imipenem..
J Clin Microbiol, 35 (1997), pp. 1027-1029
[26]
Fukuoka T, Masuda N, Takenouchi T, Sakine N, lijima M, Ohya S..
Increase in susceptibility to carbapenem antibiotics in low-amino-acid media..
Antimicrob Agents Chemother, 35 (1991), pp. 529-532
[27]
Cooper GL, Louie A, Baltch AL, Chu RC, Smith RP, Ritz WJ, Michelsen P..
Influence of zinc on Pseudomonas aeruginosa susceptibilities to imipenem..
J Clin Microbiol, 31 (1993), pp. 2336-2370
[28]
Doern GV, Brueggeman AB, Perla R, Daly J, Halkian D, Jones RN, Saubolle MA..
Multicenter laboratory evaluation of bioMérieux Vitex antimicrobial susceptibility testing system with 11 antimicrobial agents versusmembers of the family Enterobacteriaceae and Pseudomonas aeruginosa..
J Clin Microbiol, 35 (1997), pp. 2115-2119
[29]
Methods for dilution antimicrobial susceptibility test for bacteria that grow aerobically: Approved standard M7-A4. National Committee for Clinical Laboratory Standards, Villanova, Pa, 1997.
[30]
Zimmer BL, Brattebo J, Bryant M, Capo A, Chipman A, Miller R, et al..
Correlation of aztreonam susceptibility results obtained with the MicroScan system to reference tests..
Diagn Microbiol Infect Dis, 29 (1997), pp. 111-120
Opciones de artículo
es en pt

¿Es usted profesional sanitario apto para prescribir o dispensar medicamentos?

Are you a health professional able to prescribe or dispense drugs?

Você é um profissional de saúde habilitado a prescrever ou dispensar medicamentos